Physiologie der Hodenfunktion

Die von Franz Leydig (1821–1908) im Jahre 1850 beschriebenen Zellen produzieren und sezernieren das wichtigste männliche Geschlechtshormon, das Testosteron. Nach entwicklungsbiologischen, zytologischen und funktionellen Gesichtspunkten werden unterschiedliche Typen von Leydig-Zellen unterschieden: „Stamm“-Leydig-Zellen als ursprünglichster (Vorläufer) Zelltyp, und zwei verschiedene Populationen, nämlich fetale Leydig-Zellen mit terminaler Differenzierung im fetalen Hoden und adulte Leydig-Zellen als terminal differenzierte adulte Zellen der differenzierten Gonade (Shima 2019; Mäkelä et al. 2019; Rotgers et al. 2018). Aus fetalen Leydig-Zellen werden bei Geburt neonatale Leydig-Zellen, die jedoch nach Geburt degenerieren. Einige fetale Leydig-Zellen scheinen auch dedifferenzieren zu können, um dann als Stammzellen für adulte Leydig-Zellen zu dienen. Eine fortlaufende Bildung fetaler Leydig-Zellen bis in die postnatale Lebensphase kann zur Induktion von pathologischen Funktionsstörungen der adulten Leydig-Zellen führen (Shima 2019). Fetale Leydig-Zellen produzieren Androgene und sind so essentiell für die Differenzierung der Derivate des Wollfschen Ganges und des äußeren Genitals (Mäkelä et al. 2019).

Adulte Leydig-Zellen sind reich an glattem endoplasmatischen Retikulum und Mitochondrien mit tubulären Cristae. Diese zytologischen Charakteristika sind typisch für eine Steroidhormon-produzierende Zelle und finden sich auch in den steroidogen aktiven Zellen der Nebenniere und des Ovars. Weitere auffällige zytoplasmatische Komponenten sind Lipofuszin-Granula, das Endprodukt von Endozytose und lysosomalem Abbau, und Lipid-Tröpfchen, in denen die für die Testosteronsynthese benötigte Vorstufen enthalten sind. Häufig finden sich in den adulten Leydig-Zellen die sogenannten „Reinke“-Kristalle. Dabei handelt es sich um globuläre Proteinuntereinheiten. Diese Kristalle sind bis heute in ihrer Funktion nicht vollständig verstanden. Es wurde berichtet, dass sie häufiger in kryptorchen Hoden auftreten, allerdings gibt es auch Evidenz dafür, dass sie fixierungsbedingt artifiziell verloren gehen können, ihre normale Abundanz daher nicht genau zu bestimmen ist (Mesa et al. 2015; Soerensen et al. 2016). Die Proliferationsrate der Leydig-Zellen im adulten Hoden ist sehr gering und steht unter dem Einfluss von LH. Die Ontogenese der Leydig-Zellen ist nicht abschließend geklärt, die meiste Evidenz besteht jedoch für eine Ableitung der Vorläuferzellen aus dem Mesonephros unter regulatorischer Beteiligung von Sertoli-Zellen (Mäkelä et al. 2019; Rotgers et al. 2018). Im adulten Hoden entwickeln sich die Leydig-Zellen aus perivaskulären und peritubulären Mesenchym-ähnlichen Zellen. Dieser Vorgang wird wesentlich durch LH beeinflusst, aber auch durch Wachstumsfaktoren und andere Differenzierungsfaktoren aus der Sertoli-Zelle.

Im interstitiellen Kompartiment befinden sich neben den Leydig-Zellen auch Makrophagen und Lymphozyten, die Teil der zellulären Immunabwehr sind. Auf 10–50 Leydig-Zellen kommt je ein Makrophage. Leydig-Zellen und Makrophagen stehen in enger funktionaler und durch interzytoplasmatische Ausläufer auch in direkter physischer Verbindung zueinander (Heinrich und DeFalco 2020). Makrophagen sind durch Sekretion von Stimulatoren und Inhibitoren (u. a. Zytokinen, 25-hydroxy-cholesterol, Reactive oxygen species (ROS), Interleukin und TGFα) an der Steuerung von Proliferation und Differenzierung und an der Steroidproduktion der Leydig-Zellen beteiligt. Umgekehrt regulieren auch Produkte der Leydig-Zellen die Funktion und Aktivität der Makrophagen, etwa Testsosteron und der colony stimulating factor 1 (CSF1). Insgesamt kann nach dem aktuellen Stand der Forschung die erhebliche Bedeutung der testikulären Makrophagen nicht nur für das Immunsystem, sondern auch für die korrekte Funktion der anderen somatischen Zellen des Hodens und auch für die Ausbildung und Funktion der Stammzellnische als gesichert betrachtet werden (Heinrich und DeFalco 2020). Die Immunologie des Hodens wird in Kap. „Immunologisch bedingte Infertilität“ ausführlich beschrieben.

Die Samenkanälchen werden von einer Lamina propria umgeben, die aus einer Basalmembran, einer Kollagenfaserschicht und den peritubulären Zellen (Myofibroblasten) besteht. Bei den Myofibroblasten handelt es sich um geringgradig differenzierte Myozyten mit der Fähigkeit zu spontaner Kontraktion. Diese Zellen umgeben den Tubulus in mehreren konzentrischen Lagen (bis zu 6), die jeweils durch eine Kollagenfaserschicht getrennt sind (Abb. 2). Die Zellen der inneren und äußeren Lagen unterscheiden sich leicht. Während die inneren Lagen Desmin-positiv sind und so ihren glattmuskulären Charakter zeigen, exprimieren die äußeren stärker Vimentin und sind eher bindegewebig (Mayerhofer 2013). Der menschliche Hoden unterscheidet sich von der Mehrheit anderer Säugetierhoden, deren Samenkanälchen nur von 2–4 Myofibroblastenschichten umgeben sind.

Peritubuläre Zellen produzieren eine Reihe von Faktoren, die die Kontraktilität der Zellen ermöglichen: Panaktin, Desmin, Gelsolin, glattes Muskelfasermyosin und glattes Muskelfaseraktin (Holstein et al. 1996; Mayerhofer 2013). Zugleich sezernieren diese Zellen extrazelluläre Matrix und bilden auch bindegewebstypische Moleküle: Kollagen, Laminin, Vimentin, Fibronektin, Wachstumsfaktoren und Adhäsionsmoleküle (Albrecht et al. 2006; Schell et al. 2008). In einem Zellkultursystem mit menschlichen peritubulären Zellen konnte gezeigt werden, dass nerve-growth-factor und proinflammatorische Faktoren (z. B. Interleukin-1beta und Zyklooxygenase-2) unter dem Einfluss von TNF-alpha sezerniert werden (Schell et al. 2008). Myofibroblasten sind mäßig differenzierte Myozyten, die jedoch zur Kontraktion befähigt sind. Durch diese Kontraktionen werden die reifen Spermien an den Ausgang der Samenkanälchen transportiert. Dieser Vorgang wird durch Oxytocin, Prostaglandine, androgene Steroide, Endotheline, Endothelin-konvertierende Enzyme und Endothelin-Rezeptoren vermittelt. Endothelin ist ein wichtiger Regulator der Zellkontraktilität, dessen Wirksamkeit durch aus den Sertoli-Zellen stammendes Adrenomedullin moduliert wird (Romano et al. 2005). In Mäusen mit selektivem Androgenrezeptormangel in den Sertoli-Zellen konnten im Zusammenhang mit der Zellkonrtaktilität Gendefekte festgestellt werden: Endothelin-1, Endothelinrezeptor A und B, Adrenomedullinrezeptor und Vasopressinrezeptor (Zhang et al. 2006). Neuere Studien an transgenen Mäusen belegen wichtige parakrine Funktionen dieses testikulären Zelltyps. Die anatomische Position der peritubulären Zellen im Übergang zwischen tubulärem und interstitiellem Kompartiment prädestiniert sie offenbar für die Vermittlung dieser Signale (Mayerhofer 2013). So sind zum Beispiel die Leydig-Zellen unter teilweiser funktionaler Kontrolle der peritubulären Zellen. Unter selektiver Ausschaltung des Androgenrezeptors in den peritubulären Zellen reduzieren die Leydig-Zellen zum Beispiel die Sekretion von Wachstumsfaktoren wie IGF und IGF3 (Welsh et al. 2012).

Zu den Leydig-Zellen scheint auch noch eine andere, direktere Beziehung zu bestehen. So gibt es Evidenz dafür, dass Stammzellen der adulten Leydig-Zellen aus den äußeren Schichten der Tubuluswände rekrutiert werden, also aus den stärker bindegewebigen Schichten. Solche Zellen konnten zumindest im Zellkulturexperiment zu steroidogener Aktivität stimuliert werden und exprimierten Leydig-Zell typische Marker (Landreh et al. 2014).

Störungen der Hodenfunktion und verminderte oder fehlende Spermatogeneseaktivität können mit einer Verdickung der Kollagenfaserschicht und auch des fibrillären Materials zwischen den peritubulären Zellen einhergehen. Man spricht dann von einer Fibrosierung oder – in Abhängigkeit vom mikroskopischen Erscheinungsbild – von einer Hyalinisierung der Tubuluswand. Die Hodeninvolution führt zu einer ausgeprägten Verdickung der Tubuluswand. Unter diesen Bedingungen kommt es – bedingt durch die Verkleinerung der Hoden – zu einer Auffaltung der Wandstrukturen in Längsrichtung der Tubuli und damit einer Verdickung der Tubuluswand. Wird Flüssigkeit in involuierte Samenkanälchen mit verdickter Tubuluswand injiziert, normalisieren sich der Tubulusdurchmesser und die Tubuluswandstärke (Schlatt et al. 1999). Andererseits wird auch eine aktive Fibrosierung durch Interaktion zwischen Mastzellen und peritubulären Zellen diskutiert, wobei diese entzündliche Reaktionen und eine eingeschränkte Hodenfunktion provozieren kann (Albrecht et al. 2006; Mayerhofer 2013; Mayerhofer et al. 2018). So ist die Sekretion von Decorin, einem Protein, das vernetzend in der kollagenen extrazellulären Matrix wirkt, bei infertilen Männern erhöht. Es wird vermutet, dass Decorin die Aktivität bestimmter Wachstumsfaktoren hemmt und so die Funktion der peritubulären Zellen stört (Mayerhofer 2013). Zudem konnte in einer Zellkultur mit humanen peritubulären Zellen auch nachgewiesen werden, dass peritubuläre Zellen androgenabhängig GDNF sezernieren, ein Faktor, der essentiell ist für die Einnischung spermatogonialer Stammzellen in das Keimepithel. Somit tragen diese Zellen auch zur Keimbahndifferenzierung und letztlich zur Fertilität bei. Diese Funktion ist bislang nur unzureichend erforscht (Mayerhofer 2020).

Sertoli-Zellen produzieren und sezernieren eine Vielzahl von Faktoren, unter anderem Proteine, Zytokine, Wachstumsfaktoren, Opioide, Steroide, Prostaglandine, und Modulatoren der Zellteilung. Die Morphologie der Sertoli-Zelle entspricht ihren vielfältigen physiologischen Funktionen. Im Zytoplasma finden sich endoplasmatisches Retikulum des glatten (Steroidsynthese) und rauen Typs (Proteinsynthese), ein prominenter Golgi-Apparat (Verpackung und Transport sekretorischer Produkte), lysosomale Granula (Phagozytose) sowie Mikrotubuli und intermediäre Filamente (Anpassung der Zellform) während der verschiedenen Phasen der Keimzellentwicklung (Li et al. 2018). Sertoli-Zellen stehen dabei in gegenseitigem regulatorischem Austausch mit den Keimzellen. Sie steuern einerseits den Ablauf der Spermatogenese in topographischer und in funktioneller Hinsicht. Andererseits existieren Befunde, dass die Keimzellen die sekretorische Aktivität der Sertoli-Zellen beeinflussen. Versuche mit heterologer Keimzelltransplantation (Nagano et al. 2001) unterstreichen die Autonomie der Keimzellen zumindest hinsichtlich der zeitlichen Abfolge der Gametogenese: Der Zyklus der Spermatogenese dauert bei Mäusen ca. 8 und bei Ratten ca. 12–13 Tage. Die Zyklusdauer von Rattenkeimzellen, die in Maushoden transplantiert worden waren, betrug weiterhin 12–13 Tage während die der Mauskeimzellen bei 8 Tagen lag (Franca et al. 1998).

Sertoli-Zellen produzieren und sezernieren Flüssigkeit und bilden dadurch das Tubuluslumen. Über 90 % der Flüssigkeitsabgabe erfolgt in das tubuläre Lumen. Spezielle Strukturelemente der Blut-Hoden-Schranke verhindern den Rückfluss der sezernierten Flüssigkeit. Der daraus resultierende flüssigkeitsbedingte Druck hält das Lumen aufrecht. In dieser Tubulusflüssigkeit werden auch die Samenfäden transportiert. Die Zusammensetzung der tubulären Flüssigkeit ist en detail bislang nur bei Ratten bekannt (Setchell 1999). Gegenüber dem Blut enthält die tubuläre Flüssigkeit wesentlich mehr Kalium-Ionen und ensprechend weniger Natrium-Ionen. Andere Bestandteile sind Karbonat, Magnesium- und Chlorid-Ionen, Inositol, Glukose, Karnitin, Glyzerylphosphorylcholin, Aminosäuren, Androgene und verschiedene Proteine. Damit befinden sich die Keimzellen in einem einzigartigen Flüssigkeitsmilieu.

Da die Proliferation der Sertoli-Zellen im adulten Zustand durch die terminale Differenzierung unterbleibt, jede Sertoli-Zelle aber nur eine bestimmte Anzahl von Keimzellen versorgen kann, legt die Anzahl der polar differenzierten Sertoli-Zellen die Hodengröße und damit den Umfang der möglichen Spermienproduktion fest. Jede einzelne Sertoli-Zelle steht mit einer bestimmten Anzahl von Keimzellen in morphologischem und funktionellem Kontakt; beim Mann sind dies etwa 10 Keimzellen pro Sertoli-Zelle (Zhengwei et al. 1998). Diese Zahl ist spezies-spezifisch wie mittels Durchflusszytometrie und stereologischer Analyse gezeigt wurde (Wistuba et al. 2007). Dennoch zeigten vergleichende Untersuchungen zwischen verschiedenen Primatenarten, dass die testikulären Zellzahlen pro Gramm Hodengewicht ähnlich sind und dass damit die Hodengröße letztlich die Zahl der insgesamt produzierten Keimzellen bestimmt (Luetjens et al. 2005). Bei Ratten bewirkt die Prolongation der Teilungsphase der Sertoli-Zellen – hervorgerufen durch eine Veränderung im Gleichgewicht der Schilddrüsenhormone – eine Erhöhung des Hodengewichts und der Spermienproduktion um 80 %. Umgekehrt führte die Halbierung der Sertoli-Zell-Zahlen nach Verabreichung einer anti-mitotischen Substanz zu einer Reduktion der Hodengröße und der Spermienproduktion. Patienten mit Laron-Zwerg-Syndrom leiden an einer Störung der Schilddrüsenfunktion und an Wachstumshormon/IGF-I-Mangel und haben häufig überdurchschnittlich große Hoden.

Die Proliferation der Sertoli-Zellen während der ersten postnatalen Lebensmonate führt in etwa zu einer Vervierfachung ihrer Zahl und ist mit dem Auswachsen der Hodenkanälchen in ungefähr demselben Umfang verbunden. Das Hauptsignal, das diesen Antsieg vermittelt, ist das Gonadotropin FSH, aber auch LH ist an dieser Regulation beteiligt (Mäkelä et al. 2019). Gesteuert wird dies über GnRH, wie Experimente zeigen konnten, bei denen GnRH antagonisiert und so das Hodenwachstum durch Sertoli-Zell-Proliferation signifikant reduziert wurde (Sharpe et al. 2000). Sertoli-Zellen exprimieren den FSH Rezeptor bereits von der postnatalen Lebensphase an. Das Anti-Müller-Hormon (AMH) hingegen wird nur von immaturen, nicht terminal differenzierten Sertoli-Zellen gebildet und ist damit ein hervorragender Marker für den Reifegrad dieser Zellen. Die AMH-Sekretion geht mit dem Ende der Teilungen und dem Beginn der Differenzierung der Zellen im Pubertätsverlauf verloren. Die Zellen beginnen in Reaktion auf den pubertären Anstieg der intratestikulären Testosteronkonzentration und dem Beginn der Meiose der Keimzellen stattdessen den Androgenrezeptor zu bilden und Inhibin zu produzieren, das auf die Hypothalamus-Hypophysen-Gonaden-Achse zurückwirkt (Mäkelä et al. 2019).

Zum Pubertätsbeginn haben die Sertoli-Zellen untereinander enge Verbindungen aufgebaut, die den Stofftransport nur noch durch die Zellmembran und damit kontrolliert gestatten. Diese Verbindungen, „Desmosomen, tight und gap junctions“, formen die sogenannte Blut-Hoden-Schranke, die den Hoden zum immunpriviligierten Organ macht (Mruk und Cheng 2015; siehe Kap. „Orchitis“ und „Erkrankungen der ableitenden Samenwege und akzessorischen Geschlechtsdrüsen“). Für die Blut-Hoden-Schranke werden zwei Hauptfunktionen postuliert: Die physikalische Isolierung der haploiden und damit antigenen Keimzellen, um deren Erkennung durch das Immunsystem zu verhindern (Prävention einer Autoimmunorchitis; siehe Kap. „Orchitis“) und die Bereitstellung eines speziellen Milieus für den Ablauf der Meiose und der Spermienentwicklung. Bei saisonal fortpflanzungsaktiven Tieren ist der Abbau und Wiederaufbau der Blut-Hoden-Schranke nicht von der Entwicklungphase der Keimzellen, sondern eher von der Aktivität der Sertoli-Zellen abhängig.

Connexin-43 ist ein gap-junction-Protein, das wesentlich die Reifung und Funktion der Sertoli-Zellen steuert. In transgenen Mäusen mit Connexin-43-Mangel sistiert die Spermatogenese auf der Ebene der Spermatogonien, die nicht mehr zwischen Mitosen und Meiosen umschalten können (Gerber et al. 2016; Rode et al. 2018; Hilbold et al. 2020).

Androgene steuern die Expression zahlreicher Indikatoren der Sertoli-Zell-Funktion, z. B. Transferrin, Androgen-bindendes Protein, Cadherine, Connexin-43, Gelsolin, Laminin-Gamma3, Okkludin, Testin, Nekcin, Zyxin und Vinculin (Mruk und Cheng 2015). Diese Faktoren sind unter anderem an der Bildung der Blut-Hoden-Schranke, der Spermiation und der Neu- und Umbildung der Sertoli-Zell-Zell-Verbindungen beteiligt (Yan et al. 2008).

Im basolateralen Bereich benachbarter Sertoli-Zellen finden sich leistenförmige Membranspezialisierungen („occluding tight junctions“), welche den Interzellularspalt verschließen. Die physiologische Funktion der Blut-Hoden-Schranke wurde in Experimenten nachgewiesen, in denen applizierte Farbstoffe oder Lanthan nur bis an die tight-junctions und nicht in das Lumen der Samenkanälchen gelangten. Durch die Blut-Hoden-Schranke wird das Keimepithel in zwei Regionen geteilt, die anatomisch und funktionell völlig verschieden sind. Im basalen Bereich befinden sich die frühen Keimzellen und im adluminalen Bereich die weiterentwickelten und die ausgereiften Keimzellen. Während der Entwicklung der Keimzellen werden diese durch die Blut-Hoden-Schranke regelrecht durchgeschleust (Mruk und Cheng 2015).

Mindestens ebenso wichtig wie die nutritive Funktion der Sertoli-Zellen ist jedoch ihre Fähigkeit, den undifferenzierten Keimzellen im seminiferen Epithel eine Nische bereitzustellen, die deren Doppelfunktion von Selbsterneuerung und Bereitstellung differenzierender Tochterzellen ermöglicht. Sertoli-Zellen sezernieren GDNF, ein neurotropher Faktor, an den die undifferenzierten Spermatogonien binden und der für die Regulation der Keimzellhomöostase maßgeblich ist (Parekh et al. 2019). Die Kommunikation zwischen Sertoli-Zellen und den undifferenzierten Keimzellen, die die Einnischung ermöglicht, findet mittels des sogenannten C-X-C Systems statt, das sich aus chemotaktischen Zytokinen (Chemokinen) und spezifischen Liganden und Rezeptoren zusammensetzt. Dieses System ermöglicht es den migrierenden Keimzellen die von den Sertolizellen bereitgestellten Nischen im Epithel zu finden und zu besiedeln (Heckmann et al. 2018).

Der Prozess der Spermatogenese beginnt mit der Teilung von Stammzellen und kulminiert in der Bildung von Spermien (Abb. 3 und 4). Die unterschiedlichen Keimzellen sind innerhalb der Samenkanälchen in charakteristischen Zellassoziationen angeordnet, die als Stadien der Spermatogenese bezeichnet werden (Abb. 5). Prinzipiell können vier Phasen der Keimzellreifung unterschieden werden:

Für die morphologische Identifizierung der unterschiedlichen Keimzelltypen in Gewebeschnitten werden traditionell drei Kriterien verwendet. Neben der Lokalisation der Zellen innerhalb der Samenkanälchen werden dabei auch die charakteristische Morphologie der jeweiligen Zellen und Zellkerne berücksichtigt. Eine umfassende molekulare Analyse der unterschiedlichen Zelltypen auf RNA-Ebene wurde durch die technischen Fortschritte im Bereich der Einzellzell-RNA-Sequenzierung ermöglicht. Unter Verwendung von Hochdurchsatz-Ansätzen können die transkriptionellen Profile von tausenden unselektierten Hodengewebszellen analysiert werden. Basierend auf den umfassenden Sequenzierungsdaten werden den analysierten Zellen erst anschließend und basierend auf ihrem jeweiligen Expressionsprofil eine Identität zugeordnet. Entsprechende Studien zeigen dabei einheitlich, dass es sich bei der Keimzellreifung aus transkriptioneller Sicht um ein Kontinuum handelt, bei dem ein Keimzelltyp in den nächsten übergeht (Guo et al. 2018; Sohni et al. 2019). Darüberhinaus haben diese Analysen eine differenziertere Charakterisierung der Spermatogonien ermöglicht, die eine überraschende transkriptionelle Heterogenität aufweisen und basierend auf den transkriptionellen Profilen in mindestens 5 Subpopulationen unterschieden werden können (Guo et al. 2018; Sohni et al. 2019).

Die Existenz von mehreren spermatogonialen Subpopulationen ist im Einklang mit dem Modell eines heterogenen Stammzellpools. Basierend auf diesem Modell können die einzelnen Spermatogonien in Abhängigkeit vom ihrem momentanen Markerprofil unterschiedlich auf Stimuli der Mikroumgebung reagieren. Da das Potential einzeler Stammzellen nach diesem Modell aber nicht über ein festes Markerprofil definiert wird, ist es denkbar, dass sich auch Stammzellen mit unterschiedlichen Markerprofilen langfristig ähnlich verhalten (Krieger und Simons 2015).

Abgesehen vom Transkriptionsprofil ist auch die Lokalisation der jeweiligen Spermatogonien im Verhältnis zu weiteren Keimzellen und somatischen Zellen von Relevanz. Relevante Faktoren wie GDNF und FGF2 werden dabei von Zellen der Mikroumgebung, insbesondere von den Sertolizellen sekretiert, und beeinflussen Proliferation und Differenzierung der Spermatogonien (Oatley und Brinster 2012; Sharma et al. 2019). Zudem ist die Lage der Spermatogonien im Verhältnis zu den Blutgefäßen von entscheidender Relevanz für das Differenzierungsverhalten der Spermatogonien (Yoshida et al. 2007). Ein weiterer Aspekt dieses Modells eines heterogenen Stammzellpools ist die Annahme, dass Spermatogonien keiner linearen Differenzierung folgen, sondern reversibel zwischen einzelnen spermatogonialen Subpopulationen transferieren. Neben der Gewebehomöostase könnte dies eine rasche Erholung der Spermatogonienpopulation begünstigen, wie sie im Fall einer spermatogonialen Depletion nach einer gonadotoxischen Behandlung zu beobachten ist.

Dem Modell eines heterogenen Stammzellpools steht das traditionelle Stammzellmodell gegenüber, welches einen unidirektionalen Differenzierungsprozess der undifferenzierten Spermtogonien annimmt. Im Zuge dessen geht das Potential der langfristigen zellulären Selbsterneuerung zunehmend verloren. Dieses traditionelle Modell ist im Einklang mit der morphologischen Klassifizierung in die Zellen des Typs A und des Typs B von Spermatogonien basierend auf ihrer Lage und nukleären Chromatinformation.

Bei den A-Spermatogonien werden – basierend auf der Zytologie und der Physiologie – zwei Formen unterschieden: Die Ad(ark)-Spermatogonien und die Ap(ale)-Spermatogonien. Die Ad-Spermatogonien zeigen unter normalen Umständen keine oder nur sehr geringe Proliferationsaktivität und können als testikuläre Reserve-Stammzellen betrachtet werden (Sharma et al. 2019; Caldeira-Brant et al. 2020). Diese Keimzellen werden dann teilungsaktiv, wenn die Population der übrigen Spermatogonientypen z. B. durch Bestrahlung drastisch verringert wurde (Sharma et al. 2019). Auch mit zunehmendem Alter scheinen die Ad-Spermatogonien aktiviert zu werden und sie beginnen sich zu teilen, wohl um die Effizienz der Spermatogenese zu erhalten, wenn sich der Pool der aktiven Ap-Spermatogonien zunehmend erschöpft (Pohl et al. 2019). Beide Typen der A-Spermatogonien sind ineinander überführbar, d. h. Ap-Spematogonien können zu Ad-Spermatogonien inaktiviert werden und die Reservezellen zu Ap-Spermatogonien aktiviert. Die Ap-Spermatogonien stellen den aktiven Teil der spermatogonialen Stammzellpopulation dar. Ap-Spermatonien geben zum einen Tochterzellen ab, die sich zu B-Spermatogonien differenzieren, zum anderen gehen aus ihnen weitere Ap-Spermatogonien hervor, die als Ausgangszellen für die Spermatogenese weiterhin verfügbar bleiben (Sharma et al. 2019).

Aus den B-Spermatogonien entstehen die präleptotänen Spermatozyten unmittelbar vor dem Beginn der meiotischen Reifeteilungen. Letztere Keimzellen beginnen mit der DNA-Synthese. Die Mutterzelle und die daraus resultierenden Tochterzellen bleiben über interzelluläre Brücken miteinander in Kontakt. Dieser „klonale“ Modus der Keimzellentwicklung ist Grundlage und Voraussetzung für die koordinierte Reifung der Gameten im Keimepithel (Sharma et al. 2019).

Doppelt diploide (meiotische) Keimzellen werden als Spermatozyten bezeichnet und durchlaufen die verschiedenen Phasen der meiotischen Reifeteilung (Präleptotän-Zygotän). Die pachytäne Phase ist durch eine ausgeprägte RNA-Synthese charakterisiert. Aus der Reifeteilung gehen haploide Keimzellen hervor, die Spermatiden. Der meiotische Prozess ist ein kritisches Ereignis während der Gametogenese, währenddessen die Rekombination des genetischen Materials, die Reduktion des Chromosomensatzes und die Entwicklung von Spermatiden erfolgreich abgeschlossen werden müssen. Aus der ersten meiotischen Teilung entstehen die sekundären Spermatozyten. Diese Keimzellen enthalten einen haploiden Chromosomensatz jedoch in doppelter Ausführung. Im Verlauf der zweiten meiotischen Teilung teilen sich die sekundären Spermatozyten in die haploiden Spermatiden. Die Prophase der Meiose I dauert 1–3 Wochen, während die restlichen Phasen der Meiose I und die gesamte Meiose II innerhalb von 1–2 Tagen ablaufen.

Die aus der zweiten meiotischen Teilung resultierenden Spermatiden sind runde und teilungsinaktive Zellen und durchlaufen eine markante und komplizierte Transformation, aus der ausdifferenzierte, elongierte Spermatiden (Spermien) hervorgehen. Diese Vorgänge umfassen die Kondensation und strukturelle Ausformung des Zellkerns, die Ausbildung eines Flagellums und die Abstoßung großer Zytoplasmaanteile. Der gesamte Prozess wird als Spermiogenese bezeichnet und ist in qualitativer Hinsicht bei den meisten Spezies ähnlich. Eine Einteilung der Spermiogenese in vier Phasen erscheint zweckmäßig: Golgi-, Kappen-, Akrosom- und Reifungsphase. In der Golgi-Phase enstehen das Akrosombläschen und die cranio-caudale Symmetrie. In der Kappen-Phase entwickelt sich das Akrosom und bedeckt die craniale Hälfte bis zwei Drittel der elongierenden Spermatide. Das Akrosom wird mit Enzymen beladen, die es dem Spermium ermöglichen, während des Fertilisierungsprozesses die Eihüllen zu penetrieren (siehe Kap. „Physiologie der Spermienreifung u. Fertilisierung“). In der Akrosomphase kondensiert der Zellkern und die Elongation der Keimzelle schreitet weiter fort. Im Verlauf der Kernkondensation gehen die meisten Histone verloren und die Gentranskription sistiert. Die DNA befindet sich nunmehr in der „Verpackungsform“. Die Transkription der RNA, die für die nun noch stattfindende Proteinbiosynthese nötig ist, muss also zuvor erfolgt sein. Diese mRNA sind also vergleichsweise langlebig. Dies gilt im menschlichen Hoden zum Beispiel für die mRNA, die die Transitionsproteine und die Protamine codiert, die eine Rolle bei der Chromatinkondensation spielen. Das Flagellum ist jetzt gut ausgebildet.

Das Hauptereignis der Reifungsphase der Spermatiden ist die Abstoßung des restlichen Zytoplasmas in Form sogenannter Residualkörper. Diese werden von den Sertoli-Zellen phagozytiert und haben regulatorische Bedeutung. Elongierte Spermatiden bzw. deren Residualkörper beeinflussen die sekretorische Funktion der Sertoli-Zellen (Produktion von Tubulusflüssigkeit, Inhibin, Androgen-bindendem Protein, Interleukin-1 und Interleukin-6). Parallel zur Degradation der Residualkörper beginnt ein neuer Zyklus der Spermatogenese.

Die Freisetzung der Spermien in das Tubuluslumen wird als Spermiation bezeichnet. An diesem Vorgang sind der Plasminogen-Aktivator und möglicherweise Thimet-Oligopeptidasen beteiligt. Dieser Prozess ist besonders sensitiv gegenüber hormonellen Veränderungen, Temperaturänderungen und Toxinen. Spermien, die nicht freigesetzt wurden, werden von den Sertoli-Zellen durch Phagozytose resorbiert. Haploide testikuläre Keimzellen, also runde und elongierte Spermatiden, die aus dem Hodengewebe entnommen werden, können experimentell für eine intrazytoplasmatische Injektion verwendet werden und so Schwangerschaften induzieren (siehe Kap. „Physiologie der Spermienreifung u. Fertilisierung“ für Details).

Die komplexen Vorgänge der Teilungen und Differenzierung der Keimzellen erfolgen nach einem genau festgelegten Muster. Diese Differenzierungssequenzen über mehrere Stadien führen zum Auftreten typischer Zellverbände („cellular associations“), den sogenannten Spermatogenesstadien. Bestimmte Ereignisse der Spermatogenese wie etwa die Akrosomenentwicklung verlaufen Stadien-abhängig. Die Anzahl der Spermatogenesestadien ist in gewissem Umfang spezies-spezifisch. Bei der Ratte werden 14 (I–XIV) Stadien und bei Makaken 12 (I–XII) unterschieden, ebenso wie in der älteren Literatur für den Menschen beschrieben. Für die vergleichende Untersuchung der Humanspermatogenese hat sich aber zwischenzeitlich eine Einteilung in 6 Stadien durchgesetzt (I–VI) (Nihi et al. 2017, Abb. 5). Dieses vereinfachte System ist hinreichend präzise, hat aber den Vorteil, vergleichende Studien zur Organisation der seminiferen Epithelien während des Spermatogenese-Zyklus, etwa zwischen verschiedenen Primatenspezies, zu erlauben (Wistuba et al. 2003; Luetjens et al. 2005). Unter dem Zyklus der Spermatogenese versteht man die Sequenz aller Stadien.

Bei der Entwicklung und Differenzierung eines einzelnen Spermatogoniums in ein reifes Spermium werden mindestens vier spermatogenetische Zyklen durchlaufen. Auf diesen Angaben beruhen die Berechnungen der Gesamtdauer der Spermatogenese. Die ermittelten Werte betragen ca. 50 Tage bei Ratten, 37–43 Tage bei verschiedenen Affen-Spezies und 74 Tage für den gesamten Prozess inklusive der Erhaltungsteilungen der Ap-Spermatogonien beim Mann (Amann 2008). Bei Primaten ist die zeitliche Abfolge der Spermatogenese unabhängig von hormonellen Einflüssen (Aslam et al. 1999), allerdings läuft der erste Zyklus der Spermatogenese während der Pubertät rascher ab als die im adulten Zustand folgenden. Dass die Dauer der Keimzellreifung durch exogene Faktoren manipuliert werden kann, konnte an Ratten gezeigt werden.

Die Klonalität der Keimzelldifferenzierung und die zeitliche Abfolge der Spermatogenese-Stadien bedingen auch eine räumliche Abfolge der Keimzellarrangements. In Schnittserien durch Samenkanälchen der Ratte fand sich neben Stadium I immer Stadium II; neben Stadium III immer Stadium IV usw. Dieser Sachverhalt wird als Welle der Spermatogenese („spermatogenic wave“) bezeichnet. Da jeder Tubulusanschnitt nur ein bestimmtes Stadium enthielt, wurde davon ausgegangen, dass der Topographie der Stadienanordnung ein longitudinales Muster zugrunde liegt. Im gesamten menschlichen Hoden und in Teilbereichen der Hoden verschiedener Affen wurden jedoch pro Tubulusquerschnitt mehrere Stadien identifiziert (Abb. 6). Durch quantitative Analyse der Keimzellpopulationen konnte nachgewiesen werden, dass die Verteilung der Stadien keinem irregulärem Muster folgt, wie ursprünglich vermutet. Die Stadieneinteilung wird verständlich, wenn man von einer helikalen Anordnung ausgeht (Schulze und Rehder 1984; Zannini et al. 1999; Wistuba et al. 2007; Amann 2008). Andere Untersucher konnten das Prinzip der helikalen Anordnung, nicht jedoch das Auftreten vollständiger „Schrauben“ bestätigen (Johnson et al. 1996). Maximal 2–4 aufeinanderfolgende Stadien konnten in Serienschnitten nachgewiesen werden. Das beobachtete Verteilungsmuster der Stadien konnte auch durch Verteilung von Zufallszahlen auf die sechs Stadien reproduziert werden. Daraus wurde gefolgert, dass die Topographie der Spermatogenesestadien im Humanhoden eher einer zufälligen Verteilung entspricht. Ein Stadium der Spermatogenese entspricht einem einzigen Zellklon (Nagano et al. 2001). Damit könnte das Auftreten von einem oder mehreren Stadien pro Tubulusquerschnitt durch die jeweilige Größe der synchron differenzierenden Zellklone determiniert werden (Wistuba et al. 2003). Eine vergleichende und quantitative Analyse über die Verteilung der Spermatogenesestadien in 17 Primatenspezies zeigte, dass die Samenkanälchen bei Neuweltaffen, Menschenaffen und dem Menschen mehr als ein Stadium enthalten, während in Halbaffen und Altweltaffen überwiegend ein Stadium pro Tubulusquerschnitt vorhanden ist (Luetjens et al. 2005, Abb. 6).

Quantitative Untersuchungen mit stereologischen Methoden an Java-Affen (und beim Mann) sowie vergleichende durchflusszytometrische Untersuchungen an einer größeren Anzahl von Affenspezies bestätigten, dass die Effizienz der Spermatogenese zwischen Primaten vergleichbar und der von Nagetieren ähnlich ist (Wistuba et al. 2007; Luetjens et al. 2005, Abb. 7). Unterschiedlich sind die Anzahl spermatogonialer Stammzellen, von denen Ratten und Mäuse offenbar weniger benötigen, sowie unterschiedliche Anzahlen an mitotischen Spermatogonienteilungen. So existiert beim Mann nur eine Generation von Ap-Spermatogonien vor Differenzierung der B-Spermatogonien (Abb. 4). während bei Makaken vier Generationen und bei Mäusen zahlreiche Teilungen von A-Spermatogonien auftreten (Sharma et al. 2019).

Tierexperimentelle Untersuchungen zeigen, dass die Apoptose der Spermatogonien Voraussetzung für die Entwicklung der Spermatogenese ist, da bei experimentell induzierter Hemmung der Apoptose nur noch Spermatogonien in den Samenkanälchen vorhanden sind. Hitzebehandlung der Hoden oder Hormonstörungen induzieren in Java-Makaken (Macaca fascícularis) über intrinsische und extrinsische Mechanismen die Apoptose der Keimzellen (Jia et al. 2007). Die Differenzierung der Ap-Spermatogonien in B-Spermatogonien ist bei Primaten gonadotropinabhängig (Marshall et al. 2005). Bei Gonadotropinmangel kommt es zu apoptotischem Spermatogonienverlust (Ruwanpura et al. 2008). Gonadotropine können hierbei offenbar als Stimulatoren der Spermatogonienproliferation oder als „survival factors“ wirken.

Zwei Varianten des GnRH, GnRH-I oder GnRH, und GnRH-II sind beschrieben. Beide Varianten werden von unterschiedlichen Genen kodiert. Obwohl strukturell sehr ähnlich, bestehen wesentliche Unterschiede bei der Gewebeverteilung und der Steuerung der Genexpression (Cheng und Leung 2005). GnRH-I steuert die Gonadotropine. GnRH-II wirkt als Neuromodulator und stimuliert das Sexualverhalten. GnRH-I ist ein Dekapeptid, das die Gonadotropinsekretion steuert. GnRH-I wird in den Neuronen des Hypothalamus synthetisiert. Diese Neurone stammen von olfaktorischen Neuronen ab und wandern während der Embryonalentwicklung in Richtung des basalen Vorderhirns entlang den Ästen der terminalen und vomeronasalen Nerven. Diese Wanderung der unterschiedlichen GnRH-Neurone entlang des Bulbus olfactorius wird durch verschiedenste Faktoren beeinflusst (Tobet und Schwarting 2006). Die Bedeutung dieser Faktoren zeigt sich in den Mutationen der kodierenden Gene bei Patienten mit Kallmann-Syndrom. In ungefähr 10 % der Patienten mit Kallmann-Syndrom (hypogonadotroper Hypogonadismus und Anosmie bedingt durch eine Hypoplasie der Bulbus olfactorius) werden Mutationen oder Deletionen in dem KALL-1 Gen auf dem X-Chromosom festgestellt (Topaloglu 2017). Das Produkt des KALL-1-Gens, Anosmin-1, wird in dem Bulbus olfactorius und in verschiedenen anderen Geweben als Protein der extrazellulären Matrix und Basalmembran während der Organogenese transient exprimiert. Weitere Genbeteiligungen an der Migration der GnRH-Neurone und damit der Ätiologie des Kallmann-Syndroms wurden beschrieben: fibroblast-growth-factor Rezeptor 1 (FGFR1), dessen Ligand fibroblast growth factor 8 (FGF8), Prokineticin 2 (PK2) und dessen Rezeptor (PKR2) (Falardeau et al. 2008; Kim et al. 2008).

In Primaten sind die GnRH-Neurone im medio-basalen Hypothalamus und im Nucleus arcuatus lokalisiert. Darüberhinaus konnten GnRH-Neurone auch im vorderen Hypothalamus und in anderen Bereichen des Vorderhirns nachgewiesen werden. Die GnRH-Neurone sind synaptisch mit Nervenendigungen verknüpft, in denen POMC-(Pro-opio-melano-corticotropin) verwandte Peptide und Enzyme, die in den Katecholamin- und GABA- (Gamma-Amino-Buttersäure) Metabolismus involviert sind, auftreten. Außerdem stehen die GnRH-positiven Neuronen des Nuleus arcuatus in direkter Verbindung mit Neuropeptid Y (NPY)-positiven Neuronen in der Area preoptica und in der Eminentia mediana. Alle diese Substanzen können die GnRH Sekretion beeinflussen (Evans 1999; Smedlund und Hill 2020).

Das für GnRH kodierende Gen hat die chromosomale Lokalisation 8p21-p11.2. GnRH entsteht durch eine sukzessive Prozessierung eines Vorläuferproteins, dem Prepro-GnRH. Phylogenetisch ist GnRH ein sehr altes Hormon und weist eine hohe Homologie zwischen den verschiedenen Spezies auf. So beträgt die Homologie zwischen Säugetieren und Fischen 80 %. Der Präkursor besteht aus 92 Aminosäuren (AS), dem ein aus 24 AS bestehendes Signalpeptid vorgeschaltet ist, das für den Transport zur Zellmembran erforderlich ist. 56 AS des Präkursors bilden das sogenannte GnRH assoziierte Peptid (GAP). Das PrePro-GnRH wird im rauen endoplasmatischen Retikulum prozessiert, im Golgiapparat erfolgt die Abspaltung des Signalpeptides und eine Zyklisierung des N-terminalen Glutamins (Gln) zu pyroGln. Die Sequenz Glyzin-Lysin-Arginin, die an der Grenze zwischen GnRH und GAP liegt, stellt ein Prozessierungssignal dar und ist für die C-terminale Amidation verantwortlich. Das reife GnRH ist ein einzelsträngiges Dekapeptid mit zyklischer Konformation am N-Terminus, die Amidierung am C-Terminus liegt gefaltet vor (Millar et al. 2008; Stamatiades et al. 2019).

GnRH hat mit weniger als 10 Minuten eine sehr kurze Halbwertszeit und wird zum großen Teil unmittelbar nach der Sekretion in der Hypophyse durch Peptidasen degradiert. Durch die Aufklärung der AS Sequenz des GnRH konnte die Bedeutung der verschiedenen AS für die Funktion des GnRH-Moleküls aufgeklärt werden. Substitutionsversuche mit Aminosäuren zeigten, dass in den Positionen 1–3 die biologische Aktivität determiniert ist, in den Positionen 6 und 10 die Rezeptorbindung und in den Positionen 5–6 bzw. 9–10 der enzymatische Abbau des GnRH-Moleküls. Die 1977 mit dem Nobelpreis ausgezeichnete Entdeckung der AS Sequenz des GnRH durch A. Schally ermöglichte die Entwicklung von GnRH-Analoga mit agonistischer oder antagonistischer Wirkung.

GnRH wird pulsatil in das Pfortadersystem sezerniert, wobei wohl jedem LH-Puls ein GnRH-Puls vorangeht (Plant 2020). Die Frequenz und Amplitude der GnRH-Sekretion bestimmt das Muster der Freisetzung von LH und FSH aus der Hypophyse (Abb. 10). Damit ist GnRH der entscheidende Faktor für die Synthese und Ausschüttung der gonadotropen Hormone (Stamatiades et al. 2019; Plant 2020). Durch Veränderung der Pulsfrequenz ist es möglich, bevorzugt LH oder FSH freizusetzen. Hohe Pulsfrequenzen oder eine kontinuierliche GnRH-Applikation führen zu einer Hemmung der Gonadotropinfreisetzung.

Die Ursachen für die GnRH-Pulsatilität sind bisher nicht eindeutig geklärt. Isolierte, immortalisierte GnRH-Neurone zeigen eine spontane Pulsatilität in vitro. Unter in vivo Bedingungen wird die GnRH-Freisetzung durch das Kisspeptin/GPR54-System gesteuert, das die Wirkungen der peripheren Steroidhormone auf die pulsatile Ausschüttung des GnRH vermittelt. Darüberhinaus unterliegt der Pulsgenerator in vivo Einflüssen von noradrenergen Neuronen, Galanin und NO. Gonadektomie führt zu einem unmittelbaren Anstieg der Frequenz und Amplitude des Pulsgenerators. Diese Beobachtung weist auf eine tonische Suppression der GnRH-Sekretion durch periphere Steroide hin. In Abwesenheit dieser Steroide bleibt die Pulsatilität der GnRH-Freisetzung erhalten, jedoch fehlt die Synchronisation mit den Effektororganen (Stamatiades et al. 2019; Feng et al. 2019; Smedlund und Hill 2020; Plant 2020).

Testosteron reguliert die GnRH-Sekretion beim Mann, wobei die Hemmung der Gonadotropinsekretion sowohl auf hypothalamischer als auch auf hypophysärer Ebene über eine negative Rückkopplung erfolgt (Abb. 8). Als Effektoren können entweder Testosteron oder dessen Metabolit Dihydrotestosteron (DHT) oder Estradiol fungieren. Testosteron und DHT wirken auf den Hypothalamus, indem sie die Frequenz der GnRH-Pulsatilität erniedrigen. Estrogene supprimieren die Sekretion der Gonadotropine, indem sie die Amplitude der LH- und FSH-Sekretion direkt in der Hypophyse verringern. Progesteron hemmt die Gonadotropinfreisetzung teilweise über dopaminerge Neurone und NPY-Neuron im Nukleus arcuatus (Dufourny et al. 2005). Die negative Feedbackwirkung der androgenen und gestagenen Steroidhormone ist für die Entwicklung hormoneller männlicher Kontrazeption von großer Bedeutung (siehe Kap. „Männlicher Beitrag zur Kontrazeption“).

Aus der Vielzahl von Neurotransmittern und Neuromodulatoren, die die GnRH-Sekretion beeinflussen können, wirken das noradrenerge System und das Neuropeptid Y stimulatorisch. Interleukin-1, das dopaminerge, serotoninerge und GABAerge System haben dagegen inhibitorische Effekte auf die Sekretion von GnRH. Darüber hinaus beeinflusst der Leptinspiegel die Gonadotropinsekretion. Dieser Effekt ist wahrscheinlich auf einen unmittelbaren hypothalamischen Einfluss über NPY- und POMC-positive Neurone und besonders Kisspeptin-haltige Neurone mit zahleichen Leptinrezeptoren zurückzuführen (Popa et al. 2008; Malik et al. 2019).

Die Wirkung von GnRH auf die Hypophyse wird durch einen spezifischen Rezeptor vermittelt. Der GnRH-Rezeptor (GnRHR) gehört zu der Gruppe von G-Protein gekoppelten Rezeptoren, die alle eine typische Struktur von sieben membranständigen Domänen aufweisen. In den meisten Wirbeltieren werden drei unterschiedliche GnRHR exprimiert (GnRHR-1, -2, -3), von denen in Säugern jedoch nur zwei gefunden werden (GnRHR-1 und -2; Stamatiades et al. 2019). Zur 7-Transmembran G-Protein gekoppelten Rezeptorfamilie gehören auch die Rezeptoren für LH, FSH und TSH (Thyroidea (Schilddrüsen)-Stimulierendes Hormon). Predominant ist der GnRHR-1 (GnRHR). Sowohl GnRH-I als auch GnRH-II binden an den GnRHR-1. Mit 328 AS ist der GnRHR der kleinste Vertreter der Rezeptorfamilie (Abb. 11). Charakteristisch für den GnRH-Rezeptor ist die kleine extrazelluläre und das Fehlen der intrazellulären C-terminalen Domäne. Die Signaltransduktion erfolgt durch eine Interaktion der intrazellulären Schleifen mit den G-Proteinen.

Das den GnRH-Rezeptor codierende Gen beinhaltet drei Exons und zwei Introns. Der Promotor enthält mehrere Transkriptionsstartstellen und einige Bindungsstellen für Transkriptionsfaktoren. So konnte gezeigt werden, dass cAMP-, Glukokortikoid-, Progesteron-, Thyroxin-, PEA-3-, AP-1-, AP-2- und Pit-1-sensible Sequenzen vorhanden sind. In der Hypophyse ist das GnRH-Rezeptor-Gen spezifisch in den gonadotropen Zellen exprimiert. Der Orphanrezeptor Steroidogenic Factor-1 (SF-1) ist für die spezifische Expression des GnRH-Rezeptors von Bedeutung (Ngan et al. 1999; McDonald et al. 2016). Allgemein sind die Transkriptionsfaktoren SF-1, Pit-1 und Prop-Pit-1 sehr wichtig für die Entstehung und Entwicklung der Hypothalamus-Hypophysen-Gonaden-Achse. Sowohl SF-1-defiziente Mäuse als auch Patienten mit Mutationen des Prop-Pit-1 Gens weisen deutliche Störungen der Gonadotropinsekretion auf.

Nach Bindung von GnRH an den Rezeptor kommt es zur Enstehung eines Hormon-Rezeptor-Komplexes. Der Hormon-Rezeptor-Komplex wirkt auf ein G-Protein (Gq), das wiederum zu einer Aktivierung des Inositol-3-Phosphat-Signaltransduktionsweges führt, d. h. es kommt zur Bildung von Diacylglyzerin und Inositolphosphaten, die eine Freisetzung von Kalzium aus intrazellulären Kalziumspeichern bewirken. Desweiteren kommt es auch zu einer Zunahme des Kalzium-Einstroms in die Zelle. Diacylglyzerin und Kalzium aktivieren die Proteinkinase C (PKC), die wiederum für Proteinphosphorylierungen und eine weitere Aktivierung des Kalzium-Influxes verantwortlich ist. Der erhöhte intrazelluläre Kalziumspiegel führt dann zu einer Freisetzung der Gonadotropine durch Exozytose und als länger anhaltender Effekt zu einer Stimulation der Synthese der Gonadotropine (Stamatiades et al. 2019). Danach wird der Hormon-Rezeptor-Komplex durch endozytotische Prozesse internalisiert und in den Lysosomen abgebaut.

Sowohl LH als auch FSH sind Glykoprotein-Hormone, die mit dem TSH und dem humanen Chorion-Gonadotropin (hCG) strukturell eng verwandt sind. Diese Gruppe von Hormonen besteht aus jeweils zwei Polypeptidketten, einer α-Untereinheit und einer β-Untereinheit, und enthalten Kohlenhydratgruppen, die an die AS Asparagin gekoppelt sind. Die α-Untereinheit tritt bei allen diesen Hormonen auf, wohingegen die unterschiedlichen β-Untereinheiten für das jeweilige Hormon für die biologische Spezifität und Wirkung verantwortlich sind.

Obwohl die verschiedenen Untereinheiten strukturell sehr ähnlich sind, befinden sich die Gene für die Untereinheiten auf verschiedenen Chromosomen. Das Gen für die α-Untereinheit besteht jeweils aus vier Exons und drei Introns, wohingegen das Gen für die β-Untereinheit jeweils aus drei Exons und zwei Introns besteht. Das FSH-β-Gen ist auf dem Chromosom 11 lokalisiert und besitzt einen ungewöhnlich langen untranslatierten Bereich am 3′- Ende. Vermutlich führt dies zu einer Stabilisierung der mRNA. Das LH-β-Gen gehört zu einer komplexen Gruppe von Genen, zu denen auch sieben nicht-allelische hCG-ähnliche Gene gehören, die alle auf Chromosom 19 zu finden sind. Die Steuerung der Genexpression für LH und FSH ist intensiv untersucht und umfasst komplexe Interaktionen zwischen hypothalamischem GnRH, gonadalen Steroiden und Peptiden mit Wirkung auf hypophysärer und hypothalamischer Ebene (Burger et al. 2004).

Die gemeinsame α-Untereinheit enthält zwei Glykosilierungsstellen, nämlich an Position 52 und 78. Die Glykosilierungsstellen für die β-Untereinheit für FSH befinden sich an Position 7 und 24 und die für die β-Untereinheit von LH an Position 30. In Säugetieren wird die α-Untereinheit für hCG in der Plazenta synthetisiert. Sehr geringe Mengen an hCG werden auch von der Hypophyse produziert und können bei Männern im Blut nachgewiesen werden.

Die β-Untereinheiten von LH und hCG sind strukturell sehr eng miteinander verwandt und sowohl LH als auch hCG binden an denselben Rezeptor. Eine Besonderheit von hCG ist jedoch eine C-terminale Verlängerung von vier Zuckerresten, die zu einer Verringerung der Metabolisierung des Hormones und damit zu einer größeren Halbwertszeit führen. Diese strukturelle Besonderheit wurde zur Herstellung therapeutischer und experimenteller Gonadotropinanaloga genutzt, die einen dem hCG-ähnlichen C-Terminus enthalten. Durch diese Manipulation konnte die Halbwertszeit von FSH und LH erheblich verlängert werden.

In diesen Glykoproteinhormonen liegt ein zentrales Mannose-Molekül vor, das an die AS Asparagin (Asn) über zwei N-acetyl-Glucosamin Reste gebunden ist und an das Tetra-Saccharid-Verzweigungen gebunden sind, die beim FSH in Sialsäuren und beim LH in Sulfatgruppen enden. Veränderungen der Länge oder Zusammensetzung dieser Kohlenhydratstrukturen führen zur Heterogenität der Gonadotropine, die sich in trennbaren Isoformen unterschiedlicher Halbwertszeiten zeigt. LH, das einen hohen Prozentsatz an N-acetyl-Glukosaminsulfaten aufweist, wird über spezifische Sulfatrezeptoren in der Leber schnell aus dem Blut entfernt, woraus die die kurze Halbwertszeit von etwa 20 Minuten für LH resultiert, was wiederum die Pulsatilität der LH-Spiegel im Blut erklärt. FSH hingegen wird vorwiegend sialisiert und ist deshalb gegen den Abbau durch die Leber resistenter. Die Halbwertszeit für FSH ist deshalb mit zwei Stunden erheblich länger. Obwohl beide Gonadotropine, LH und FSH durch GnRH stimuliert werden, zeigt nur LH eine ausgeprägte, FSH aber eine geringe Pulsatilität (Stamatiades und Kaiser 2018).

LH tritt in zwei unterschiedlichen polymorphen Varianten in der normalen Bevölkerung auf, von denen eine durch den Austausch von zwei Aminosäuren an den Stellen 8 und 15 des β-LH-Kette gekennzeichnet ist. Dies führt zur Einführung einer zweiten Glykosilierungsstelle an Position 13. Diese Allelvariante ist bei ungefähr 12 % der mitteleuropäischen Bevölkerung zu finden. Die zwei Aminosäure-Änderungen verleihen dem Gonadotropin erhöhte in vitro Bioaktivität und kürzere Halbwertszeit (Huhtaniemi et al. 2010; Punab et al. 2015).

Auch FSH kommt polymorph vor. Interessanterweise ist die Hormonvariabilität mit einem ebenso polymorphen Rezeptor balanciert, so dass sich insgesamt Zusammenhänge mit Einflüssen auf die Fertilität ergeben, etwa erniedrigten Konzentrationen des freien Testosterons, reduzierter Hodengröße und größeren Ejakulatvolumina sowie erhöhten Konzentrationen von Testosteron, Estradiol und SHBG. Diese Befunde haben in jüngerer Vergangenheit zu therapeutischen Vorschlägen geführt, diese Variabilität des FSHß/FSHR-System zur Behandlung von Infertilität mittels darauf abgestimmter FSH Gabe zu nutzen (Tüttelmann et al. 2012; Busch et al. 2015; Schubert et al. 2019).

LH und FSH werden nach der Synthese überwiegend in verschiedenen Granulae gespeichert, die auf einen GnRH-Stimulus hin exocytiert werden. Ein Teil der Moleküle wird jedoch nicht gespeichert, sondern direkt konstitutiv sezerniert. Die Speicherung ist allerdings der Hauptgrund dafür, dass die Freisetzung der Gonadotropine bevorzugt in Antwort auf einen GnRH-Stimulus erfolgt. Eine niedrige GnRH-Pulsfrequenz induziert vor allem die FSH-Freisetzung, was teilweise auf die unterschiedliche Expression der GnRH-Rezeptoren zurückzuführen ist (Ferris und Shupnik 2006).

Während der fetalen Entwicklung können LH und FSH bereits ab der 10. Gestationswoche in der Hypophyse und ab der 12. Woche im Blut nachgewiesen werden. Im fetalen Stadium und in der frühen Kindheit sind die FSH-Spiegel höher als die des LH; der FSH/LH-Quotient ist bei Frauen größer als bei Männern. Die relative Menge der beiden Gonadotropine ändert sich im Laufe der Entwicklung.

Fetales LH und mütterliches Choriongonadotropin (CG) stellen das gonadotrope Signal dar, das die Produktion von Testosteron bereits ab der 10. Gestationswoche im fetalen Hoden induziert. Diese Testosteronausschüttung ist essentiell für die initiale Phase der Wanderung des Hodens und die Entwicklung der externen Geschlechtsorgane. Dabei kann auch das mütterliche CG allein den Testosteroneanstieg in ausreichendem Maß induzieren, wie sich aus Experimenten mit mutiertem und biologisch inaktivem LH ableiten lässt. Trotz dessen Unwirksamkeit verlief die sexuelle Differenzierung normal. Fällt hingegen der LHCG-Rezeptor (LHCGR, 2.2.4.3) durch inaktivierende Mutationen aus oder ist in seiner Bindungsaffinität vermindert, entstehen verschiedene Phänotypen, die mit Störungen der Sexualentwicklung einhergehen, bis hin zur vollständigen Androgenresistenz mit einem weiblichen Phänotyp der äußeren Genitalien (Troppmann et al. 2013).

In den ersten Lebensjahren sind die Serumspiegel der Gonadotropine sehr niedrig; die pulsatile Sekretion der Gonadotropine setzt erst in der Pubertät ein. Die Pulsatilität der Gonadotropinfreisetzung tritt erstmalig während des nächtlichen Schlafes auf. Vor der Pubertät sind die Gonadotropinwerte niedrig und die Sekretion von GnRH ist nicht nachweisbar, obwohl geringe Mengen von Steroiden in den Gonaden produziert werden. Es ist anzunehmen, dass durch den negativen Feedback-Regulationsmechanismus der gonadalen Steroide der Hypothalamus supprimiert wird und damit die GnRH-Sekretion ausbleibt. Darüber hinaus spielen aber auch Faktoren wie körperliche Reife und Ernährungszustand – vermittelt wohl durch die Leptinspiegel – sowie zentralnervöse Steuerung eine Rolle.

Die Regulation der Genexpression der Gonadotropine durch Steroide ist komplex und wird durch eine Vielzahl von Faktoren beeinflusst. Steroide wirken hauptsächlich im Hypothalamus über das Kisspeptin/GPR54-System, wo sie die Freisetzung von GnRH unterbinden. Die Effekte an der Hypophyse sind noch nicht vollständig aufgeklärt, doch sind wohl Estrogene an der Hemmung von GnRH-Freisetzung und Gonadotropinsynthese beteiligt.

An der Regulation der FSH-Sekretion sind weitere Faktoren beteiligt. Das Glykoprotein Inhibin-B spielt in der Feedback-Kontrolle der FSH-Sekretion ebenfalls eine wichtige Rolle. Die Serumwerte des physiologisch relevanten Inhibin-B sind mit FSH-Werten, Hodenvolumen und Spermienkonzentration invers korreliert. Eine intakte Spermatogenese und funktionelle Sertoli-Zellen sind entscheidende Faktoren in der Regulation der Inhibin-B-Sekretion (Iliadou et al. 2015).

Die Wirkung von LH und FSH wird über spezifische Rezeptoren vermittelt. Wie der GnRH-Rezeptor gehören auch die Rezeptoren für LH und FSH zur Familie der G-Protein gekoppelten Rezeptoren. Ein besonderes Charakteristikum der Glykoproteinhormon-Rezeptoren ist die große extrazelluläre Domäne, die an der Hormonbindung beteiligt ist (Simoni et al. 1997, Abb. 11).

Die Gene für den LH- und FSH-Rezeptor befinden sich auf Chromosom 2 und bestehen aus 11 Exons für den LH-Rezeptor und 10 Exons für den FSH-Rezeptor. Das letzte Exon kodiert jeweils für die transmembrane und die intrazelluläre Domäne. Die extrazelluläre Domäne enthält eine hochaffine Hormonbindungsstelle und besteht aus vielen Leucin-reichen Regionen. Der Promotor der beiden Gene hat verschiedene Transkriptionsstartstellen und weist keine klassischen Bindungsstellen für Transkriptionsfaktoren auf. Da der LH-Rezeptor auch mit CG interagiert, findet sich in der neueren Literatur zunehmend häufig die Bezeichnung LH/CG-Rezeptor (LHCGR). Abweichend vom klassischen Rezeptor tritt in Primaten und Menschen eine Variante auf, in der ein kryptisches Exon mit der Bezeichnung Exon 6A vorliegt. Dieses Exon kann in seltenen Fällen zu einer LH-Resistenz führen (Troppmann et al. 2013). Ein Kennzeichen der Gonadotropinrezeptoren ist das Auftreten von Isoformen, die durch alternatives Spleißen des Primärtranskriptes entstehen, wobei allerdings unklar ist, ob diese RNA-Isoformen in Proteine mit biologischer Funktion translatiert werden. Außerdem sind Allelvarianten mit unterschiedlichen biologischen Aktivitäten bekannt. Für beide Gonadotropinrezeptoren sind aktivierende und inaktivierende Mutationen beschrieben (Piersma et al. 2007).

Die Bindungsspezifität der Gonadotropinrezeptoren wird durch die allgemein vorliegende α-Untereinheit und die hormonspezifische β-Untereinheit vermittelt. Nach Bindung des Liganden an den Rezeptor bildet sich ein Dimer, der FSH-FSH-Rezeptor-Komplex, der für Signaltransduktion entscheidend ist. Daraus resultiert eine Konformationsänderung mit Aktivierung eines G-Proteins. Die Signaltransduktion erfolgt über die Synthese von zyklischem Adenosin-Monophosphat (cAMP) und die Aktivierung der Proteinkinase A. Hierdurch kommt es zu einer Aktivierung von Proteinen durch Phosphorylierung. Der Signaltransduktionsweg für die Gonadotropine führt primär über cAMP und über intrazelluläres Kalzium. Diese Aktivierung des Kalzium-Signaltransduktionsweges scheint abhängig von der Gonadotropinkonzentration zu sein (Casarini und Crepieux 2019; Casarini et al. 2020).

Unter den Sekretionsprodukten des Hodens, wie 5α-Dihydrotestosteron (DHT), Androsterone, Androstenedione, 17-Hydroxyprogesteron, Progesteron und Pregnenolon, ist Testosteron das Wichtigste. Die Bedeutung von Androsteron, 17-Hydroxyprogesteron und Progesteron für die Spermatogenese ist nicht vollständig geklärt. Progesteronrezeptoren wurden jedoch in peritubulären Zellen und auf Spermien nachgewiesen (Luetjens et al. 2006; Modi et al. 2007). Interessanterweise reagiert der Kalzium-Ionenkanal CatSper, der eine zentrale Rolle bei den Fertilisierungsprozessen spielt, auf die Progesteronkonzentrationen im weiblichen Trakt. Zumindest die Expression von Progesteronrezeptoren in Keimzellen wäre so plausibel zu erklären (Strünker et al. 2011).

Das Steroidhormon Testosteron hat neben seiner klassischen endokrinen Funktion auch Bedeutung als lokaler Regulator der Spermatogenese. Testosteron wird im Interstitium des Hodens in den Leydig-Zellen produziert und wirkt unmittelbar auf die Samenkanälchen. Diese lokale Wirkung des Testosterons ist nach Lehrmeinung unabdingbar für eine vollständig funktionierende Spermatogenese. Exogene Gaben von Testosteron, die den Serumspiegel erhöhen und so zur Unterdrückung der Gonadotropine führen, senken den intratestikulären Testosteronspiegel und arretieren die Keimzelldifferenzierung – aufgrund der lokalen Testosteronsenkung. Allerdings zeigen Studien an transgenen Mäusen, in denen der LH-Rezeptor ausgeschaltet wurde, dass auch exogene Testosterongaben die Spermatogenese antreiben können, selbst, wenn die normalen intratestikulären Werte nicht erreicht werden. Daraus wurde die Hypothese abgeleitet, dass möglicherweise hohe intratestikuläre Testosteronkonzentrationen nicht immer unbedingt notwendig sind. Da es sich hier aber um rein tierexperimentelle Studien handelt, sollte festgehalten werden, dass weitere Forschung notwendig sein wird, um diese Mechanismen weiter aufzuklären (Shiraishi und Matsuyama 2017; Huhtaniemi 2018). Dass die Situation beim Mann anders gelagert ist, dafür spricht die Tatsache, dass Bodybuilder, die höchste Dosen von Testosteron konsumieren, eine Azoospermie entwickeln (siehe Kap. „Missbrauch von Anabolen Androgenen Steroiden (AAS)“).

Obwohl außer Frage steht, dass Testosteron ein essentieller Regulator der Spermatogenese ist, besteht kein unmittelbarer quantitativer Zusammenhang zwischen dem Umfang der Keimzellproduktion und dem intratestikulären Testosteronspiegel.

Beim Mann liegen die testikulären Testosteronkonzentrationen etwa 200-fach über denen für die Bindungsproteine SHBG und ABP und verglichen mit den Serumspiegeln sind die testikulären Konzentrationen etwa 150-fach erhöht (Shiraishi und Matsuyama 2017). Im Gewebe wird Testosteron durch die 5α-Reduktase zu DHT und durch Aromataseaktivität zu Estradiol verstoffwechselt. Inwieweit diese Metabolite für die Spermatogenese wichtig sind, ist nicht eindeutig geklärt. Behandlungen mit 5α-Reduktase-Hemmern (Finasterid/Dutasterid) hatten entweder keinen Einfluss auf die Spermatogenese oder führten nur zu leichter Abnahme der Spermienzahlen (Kinniburgh et al. 2001; Overstreet et al. 1999; Amory et al. 2007).

Für Estradiol wird aus Experimenten an transgenen Mäusen eine Rolle beim extratestikulären Flüssigkeitstransport vermutet. Aromatase-Aktivität und Estrogen β-Rezeptoren wurden an Sertoli-Zellen und Keimzellen beim Mann identifiziert. Die lokalen testikulären Estrogenkonzentrationen können teilweise höher sein als die im weiblichen Serum. Obwohl nach wie vor viele mechanistische Details ungeklärt sind, sind in jüngerer Vergangenheit zahlreiche hodenphysiologische Prozesse in einen Zusammenhang mit direkter und indirekter Estrogenwirkung gestellt worden. Estradiol beeinflusst unter anderem die Proliferation von Gonozyten, Spermatogonien, Leydig- und Sertoli-Zellen, die Apoptose von Spermatozyten, Spermatiden und Sertoli-Zellen, den Androgen-Stoffwechsel und die Spermiation (Dostalova et al. 2017).

Außer der Wirkung auf die Keimzelldifferenzierung hat Testosteron noch weitere physiologische Funktionen innerhalb des Hodens. Es induziert in den peritubulären Zellen, die den Androgenrezeptor exprimieren, die Bildung von glattem Muskelfaseraktin während der präpubertären Hodenentwicklung. Dieser Testosteroneffekt wird durch FSH signifikant verstärkt, muss also von den Sertoli-Zellen lokal beeinflusst sein, da nur diese Rezeptoren für FSH zeigen (Mäkelä et al. 2019).

Wachstumsfaktoren binden an membranständige Rezeptoren und induzieren über Signaltransduktion zellspezifische Differenzierungsvorgänge. An der lokalen Regulation der Spermatogenese sind insbesondere Transforming Growth Factor-α und -β (TGF-α und -β), Inhibin und Aktivin, Nerve Growth Factor (NGF), Insulin-like Growth-Factor-I (IGF-I), Fibroblast-Growth-Factor (FGF), Epidermal Growth Factor (EGF) beteiligt. Inhibin und Aktivin finden sich bei Primaten in Sertoli-und Leydig-Zellen. Inhibine und Aktivine sind strukturverwandte Proteine, wobei Inhibin als Heterodimer aus einer α-Untereinheit und einer β_A – oder β_B-Untereinheit gebildet wird. Aktivine sind Homodimere (ββA und B). Aktivine stimulieren, Inhibine hingegen unterdrücken die Spermatogonienproliferation. Klinisch ist Inhibin B besonders interessant, da die Serumspiegel gut mit Hodengröße und Spermatogenesestatus korrelieren. Dieser Wachstumsfaktor kann als endokriner Indikator von Spermatogenesestörungen herangezogen werden (Iliadou et al. 2015).

Die Blut-Hoden-Schranke und immunkompetente Zellen (Makrophagen) sorgen dafür, dass die Keimzellen vom Immunsystem nicht als körperfremd erkannt werden (siehe Kap. „Immunologisch bedingte Infertilität“). Es gibt Evidenz, dass Faktoren des Immunsystems an der Steuerung der Steroidogenese und Gametogenese beteiligt sind und eine Rolle bei Hodenfunktionsstörungen spielen (Albrecht et al. 2005; Fijak und Meinhardt 2006; Hedger 2002). Diese Faktoren umfassen sekretorische Produkte der Leukozyten, Makrophagen und Mastzellen.

Beispielhaft seien Zytokine (z. B. Interferon, Tumor-Necrosis-Factor [TNF], Interleukine, Leukemia-Inhibiting-Factor [LIF], Stem-Cell-Factor [SCF], Macrophage-Migration-Inhibitory-Factor [MIF]) genannt, die an membranständige Rezeptoren binden und in den Zielzellen proliferative und differenzierende Reaktionen bewirken (Hedger und Meinhardt 2003). TNF und LIF spielen eine Rolle bei der Sertoli-Zell-Keimzell-Interaktion und der autokrinen Kontrolle der Sertoli-Zell-Proliferation. MIF wird spezifisch von den Leydig-Zellen produziert. Werden die Leydig-Zellen experimentell eliminiert, findet sich Expression auch in Sertoli-Zellen, geringradig differenzierten Keimzellen und peritubulären Zellen; d. h. im Hoden existieren kompensatorische Mechanismen um die Zytokinproduktion zu gewährleisten. Im Gegensatz dazu sind der SCF und dessen Rezeptor (c-kit) für die Besiedlung des Hodens durch die Keimzellen und deren Einnischung ins Epithel während der Individualentwicklung essentiell. Die Sertoli-Zellen synthetisieren und sezernieren SCF, der Rezeptor wird an Spermatogonien exprimiert. Damit ist das SCF/c-kit-System beispielhaft für die Relevanz lokaler Interaktionen innerhalb des Keimepithels.