Die Intensivmedizin
Autoren
S. Scheithauer, E. Meyer und M. Dettenkofer

Hygiene in der Intensivmedizin

Die Hauptursachen von Krankenhausinfektionen (nosokomiale Infektionen) auf Intensivstationen sind nicht Hygienefehler, sondern die erhöhte Disposition. Dieser Beitrag stellt die wichtigsten Hygienemaßnahmen auf der Intensivstation vor, insbesondere die Händehygiene verdient hier besonere Beachtung. Verhütung und Kontrolle der wichtigsten Krankenhausinfektionen sind weitere Schwerpunkte, ebenso der Umgang mit infizierten und kolonisierten Patienten (Stichwort: Isolierung). Reinigungs- und Desinfektionsmaßnahmen auf der Intensivstation runden das Kapitel ab.

Hauptursachen und Entstehung von Krankenhausinfektionen

ie Hauptursachen von Krankenhausinfektionen (nosokomiale Infektionen; Kap. Nosokomiale Infektionen auf der Intensivstation) auf Intensivstationen sind nicht Hygienefehler, sondern die erhöhte Disposition: Die Patienten sind empfänglich durch verschiedene Grundkrankheiten, operative Eingriffe und invasive diagnostische und therapeutische Maßnahmen (z. B. Venenkatheter, Blasenkatheter, Intubation usw.). Durch diese in der Intensivmedizin unerlässlichen Interventionen werden die natürlichen Abwehrbarrieren durchbrochen und meist körpereigenen (endogenen) Mikroorganismen der direkte Zutritt zum Körper ermöglicht. Therapeutische Maßnahmen können zusätzlich die körpereigene Abwehr vermindern (Zytostatika-, Kortikosteroidtherapie, komplexe intensivmedizinische Behandlung) (Daschner et al. 2006; Gastmeier et al. 2010; Grundmann et al. 2005; Mayhall 2004).
Krankenhausinfektionen entstehen:
  • endogen durch Keime der eigenen Flora (z. B. Harnwegsinfektion ausgehend von der Darmflora – Leitschiene: Harnwegskatheter, Pneumonie aus der Flora des Nasen-Rachen-Raums oder Magens – Leitschiene: Tubus/Trachealkanüle),
  • seltener exogen (Gastmeier et al. 2010; Grundmann et al. 2005) durch Transfer von Keimen aus der Umgebung des Patienten (v. a. direkter Kontakt mit den Händen oder indirekter Kontakt über Oberflächen, Geräte, Instrumente; noch seltener über respiratorische Tröpfchen oder die Luft).
Auch endogene Infektionen lassen sich reduzieren, z. B. durch Desinfektion der Haut vor Gefäßkatheteranlage. Mit den besten Methoden der Krankenhaushygiene lassen sich nach heutigem Stand je nach Infektionsentität und Ausgangssituation 20–50 % aller Krankenhausinfektionen vermeiden (Gastmeier et al. 2010; Grundmann et al. 2005). Aufgrund der erheblichen Auswirkungen nosokomialer Infektionen sollte dieses Vermeidungspotenzial so gut wie möglich ausgeschöpft werden. Die Neuerung des Infektionsschutzgesetzes (IfSG; letzte Modifikation Juli 2011) hat den Stellenwert einer modernen Infektionsprävention gesteigert und konkrete Maßnahmen verpflichtend geregelt.

Übertragungswege und häufigste Erregerreservoirs

Krankheitserreger werden weitaus am häufigsten mit den Händen des medizinischen Personals übertragen – insbesondere auf Intensivstationen, weil dort die Patienten in der Regel nicht mobil sind. Dies gilt für grampositive wie -negative Keime, Sprosspilze und Viren. Die Anwendung der durch die WHO definierten 5 Indikationen zur Händehygiene sollte als evidenzbasierte Basismaßnahme implementiert sein (Abschn. 3.1; WHO 2009). Als Goldstandard der Händehygiene gilt die alkoholische Händedesinfektion (WHO 2009). Zu beachten ist, dass das Tragen von Handschuhen eine indizierte Händedesinfektion nicht ersetzt. Es besteht sogar die Gefahr, dass durch unsachgemäßen Handschuhgebrauch indizierte Händedesinfektionen nicht erfolgen (Fuller et al. 2011; WHO 2009). Diese sollten folglich nur als Instrument des Arbeitsschutzes und bei der Versorgung von Patienten mit Erregern, die eine Barrierepflege erfordern, getragen werden.
Einrichtungsgegenstände und Apparate, die immer wieder mit den Händen berührt werden müssen, z. B. Beatmungsgeräte, Tastenfelder von Monitoren, Armaturen usw., können relevante Erregerreservoirs sein: Dies spielt v. a. eine Rolle bei Bakterien mit hoher Umweltstabilität wie Acinetobacter-baumannii-Komplex-Isolaten, Enterokokken, aber auch bei Staphylokokken (Dettenkofer et al. 2004; Dettenkofer et al. 2010; Hübner et al. 2005; Livermore und Woodfors 2006; Mayhall 2004). Diese Handkontaktflächen müssen daher regelmäßig (mindestens 1×/Tag) wischdesinfiziert werden. Nach Berührung dieser Flächen ist vor invasiven Tätigkeiten eine Händedesinfektion erforderlich, um den Erregereintrag zu verhindern. Darüber hinaus ist entscheidend, dass beim Verlassen der Patientenumgebung bzw. des Bettplatzes die Handschuhe ausgezogen und die Hände desinfiziert werden. Gramnegative Keime vermehren sich v. a. in feuchter Umgebung wie kontaminiertes Anfeuchtungswasser, Ultraschallvernebler, O2-Anfeuchtungsgeräte, Mundpflegelösung.
Die wichtigsten Erregerreservoirs von Staphylococcus aureus als dem bedeutendsten grampositiven Infektionserreger sind der Nasen-Rachen-Raum und die Hautflora, das wichtigste Erregerreservoir gramnegativer Keime die Gastrointestinal- und auch die Rachenflora (KRINKO 2012; Meyer et al. 2006). Das eigentliche Reservoir des Acinetobacter-baumannii-Komplexes ist unbekannt, als temporäres Reservoir fungieren kolonisierte bzw. infizierte Patienten (Towner 2009).
Unwichtige Erregerreservoirs sind: Fußböden, Wände, Decken, patientenferne Möbel.
Über große respiratorische Tröpfchen werden v. a. Viren und bakterielle Erreger von Atemwegsinfektionen, aber u. a. auch Meningokokken übertragen („face-to-face“ innerhalb von ca. 1,5 m um die Streuquelle). Nur selten werden Infektionen auf Intensivstationen im engeren Sinne aerogen über weitere Strecken via Tröpfchenkernen übertragen, z. B. offene Lungentuberkulose, Viruserkrankungen mit Beteiligung des Respirationstrakts (Varizellen- und Masernpneumonie) und Schimmelpilzinfektionen (via Aspergillussporen). Meist werden aber auch respiratorische Viren, die auf Gegenständen mehrere Stunden überleben können (z. B. RS-Viren), mit den Händen übertragen (Siegel et al. 2007).
Cave
Am häufigsten werden Krankheitserreger auf Intensivstationen mit den Händen bzw. mit nicht sachgemäß verwendeten Handschuhen übertragen.

Hygienemaßnahmen auf Intensivstationen

Die im Jahr 2011 durchgeführte europäische Prävalenzerhebung ergab für Deutschland eine Punktprävalenz nosokomialer Infektionen von – je nach eingeschlossener Stichprobe – 4,5 und 5,0 % (RKI 2012). Es bestand eine Abhängigkeit von Art und Größe des Krankenhauses mit einer höheren Prävalenz in Universitätsklinika (6,0 %) sowie eine Abhängigkeit von der Art der Station mit der erwartungsgemäß höchsten Punktprävalenz auf Intensivstationen (18,6 %) (RKI 2012).
Am häufigsten wurden im Gesamtkollektiv die in Tab. 1 dargestellten Infektionsentitäten dokumentiert.
Tab. 1
Die häufigsten im Gesamtkollektiv in der europäischen Prävalenzerhebung für Deutschland gefundenen Infektionsentitäten. (Nach RKI 2012)
Infektion
Häufigkeit
24,7%
24,7%
untere Atemwegsinfektionen
21,5%
Clostridium difficile-Infektionen
6,6%
primäre Sepsis
6,0%
Auf Intensivstationen dominiert in der Regel die Pneumonie.
Die Hauptursachen sind invasive Maßnahmen, d. h. bei:
Die wichtigsten Hygienemaßnahmen auf der Intensivstation zeigt die Übersicht.
Die wichtigsten Hygienemaßnahmen auf der Intensivstation
  • Händedesinfektion mit einem alkoholischen Händedesinfektionsmittel als wichtigste Standardhygienemaßnahme.
  • Handschuhwechsel unmittelbar nach Beendigung der Tätigkeit am Patienten.
  • Möglichst kurze Verweildauer von Fremdkörpern (Venenkatheter, Blasenkatheter, arterielle Katheter, externe Ventrikeldrainagen usw.); tägliche Prüfung der Indikation.
  • Hygienisch adäquate interventionelle und pflegerische Techniken zur Verhütung von Blasenkatheterinfektionen, Venenkatheterinfektionen, Pneumonie bei Beatmung und postoperativen Wundinfektionen (Kap. Nosokomiale Infektionen auf der Intensivstation)
  • Rationale Antibiotikatherapie inkl. -prophylaxe (Detials s. unten).
  • Schulung und Disziplin aller Personen, v. a. der Ärzte (wichtige Vorbildfunktion besonders der leitenden Ärzte).
  • Einsatz von speziell ausgebildetem Personal; Beratung durch Krankenhaushygieniker und Hygienefachpersonal, „link nurses“.
  • Sichere Aufbereitung von Medizinprodukten (Schulz-Stübner et al. 2003).
  • Gezielte und sinnvolle Reinigungs- und Desinfektionsmaßnahmen.
  • Sichere und wirksame Isolierungsregimes.
  • Surveillance-device-assoziierte Infektionen (Qualitätssicherung, z. B. im Rahmen von KISS Abschn.  5 ); gesetzliche Forderung).
  • Adäquate Personal-Patienten-Relation: Zuwenig Personal bedeutet immer auch weniger Hygiene!
Rationale Antibiotikatherapie inkl. -prophylaxe
Beispielsweie ist eine perioperative Antibiotikaprophylaxe über die Dauer des Eingriffs hinaus mit Ausnahme kardiochirurgischer Eingriffe überflüssig, teuer, potenziell von unerwünschten Arzneimittelwirkungen begleitet und fördert die Resistenzentwicklung (Malhotra-Kumar et al. 2007; Society of Healthcare Epidemiology of America 2012; Sharma und Kumar 2008). Gemäß IfSG müssen Art und Umfang des Antibiotikaverbrauchs nicht nur dokumentiert werden: Die Interpretation der lokalen Resistenzstatistik soll wesentliche Basis des empirischen Antibiotikaeinsatzes sein. Aufgrund der Besonderheiten der intensivmedizinischen Patienten besteht die Notwendigkeit, oft bei Verdacht auf schwere Sepsis / septischen Schock sehr schnell mit einer antiinfektiven Therapie zu beginnen (Society of Healthcare Epidemiology of America 2012; Sharma und Kumar 2008). Umso relevanter ist deren Reevaluation und ggf. das Absetzen oder Deeskalieren sobald wie möglich (Sharma und Kumar 2008; Kap. Antibiotika, Antibiotikaprophylaxe und Antimykotika in der Intensivmedizin).

Händehygiene

Die hygienische Händedesinfektion mit einem alkoholischen Präparat – zur besseren Verträglichkeit farb- und duftstofffrei – ist die wirksamste, kostengünstigste und einfachste Maßnahme zur Verhütung von nosokomialen Infektionen. In der Regel desifizieren Ärzte die Hände seltener und oft kürzer als Pflegepersonal.
In den aktuellen Empfehlungen der WHO werden 5 Indikationen zur Händehygiene(/-desinfektion) genannt (WHO 2009) (Übersicht).
5 Indikationen zur Händehygiene der WHO
  • (Unmittelbar!) vor Patientenkontakt
  • (Unmittelbar!) vor aseptischen Tätigkeiten
  • (Unmittelbar!) nach Patientenkontakt
  • (Unmittelbar!) nach Kontakt mit potenziell infektiösen Materialien (z. B. Ausscheidungen oder Körperflüssigkeiten)
  • (Unmittelbar!) nach Kontakt mit der direkten Patientenumgebung
Mit diesem Konzept kann Händehygiene in der Praxis situationsgerecht und schlüssig durchgeführt werden. Unnötige Händedesinfektionen werden vermieden. Durch gut strukturierte Arbeitsabläufe ist es möglich, die Anzahl der notwendigen Indikationen zur Händehygiene bei gleicher Qualität zu reduzieren und so die Compliance zu optimieren (Scheithauer et al. 2012).
Durchführung der Händedesinfektion
Für eine korrekte Technik wird genügend Händedesinfektionsmittel (ca. 3 ml) in die Hohlhand appliziert und eingerieben, sodass die gesamten Hände vollständig benetzt werden. Um Lücken zu vermeiden, muss besonders auf die sorgfältige Desinfektion häufig nicht benetzter Areale wie Fingerkuppen, Daumen, Fingerzwischenräume und Handrücken geachtet werden.
Die Einwirkungszeit der alkoholischen Präparate beträgt meist 30 s (WHO 2009).
Aus dermatologischen Gründen soll eine routinemäßige Kombination von Waschen mit Seife und anschließender Händedesinfektion vermieden werden. Wasser und Seife gewährleisten keine ausreichende Wirksamkeit, um Krankheitserreger zu eliminieren. Nur bei sichtbaren Verschmutzungen der Hände sollen diese zuerst gewaschen, abgetrocknet und dann desinfiziert werden. Die Händedesinfektion mit alkoholischen Händedesinfektionsmitteln, die auch hautpflegende Zusätze enthalten, ist zudem besser hautverträglich als häufiges Händewaschen. Für eine wirksame Händehygiene ist es außerdem wichtig, dass die Fingernägel kurz geschnitten sind und kein Fingerschmuck und keine künstlichen Fingernägel getragen werden, die als Quelle von Ausbrüchen durch gramnegative Erreger identifiziert werden konnten (WHO 2009).
Cave
Der Gebrauch von Handschuhen ersetzt eine Händedesinfektion nicht. Deshalb sollten diese auch nur bei Indikation getragen werden (WHO 2009). Bis zu 20 % der Einweghandschuhe weisen nach Gebrauch optisch z. T. nicht wahrnehmbare Löcher auf.
Man beobachtet immer wieder, dass Pflegepersonal die Hygienemaßnahmen beachtet, Ärzte aber beispielsweise ohne Handschuhwechsel und Händedesinfektion Blut abnehmen oder am Venenkathetersystem manipulieren. Hier können gezielte Fortbildungen die Compliance bei der Händehygiene verbessern [www.aktion-sauberehaende.de].

Verhütung und Kontrolle der wichtigsten Krankenhausinfektionen

In Deutschland wurden in den letzten Jahren von der Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention am Robert Koch-Institut (RKI) evidenzbasierte, kategorisierte Empfehlungen erarbeitet, die über das Internet abrufbar sind [http://www.rki.de/DE/Content/Infekt/Krankenhaushygiene/krankenhaushygiene_node.html]. Diese stimmen in weiten Teilen mit den HICPAC-Guidelines (Healthcare Infection Control Practices Advisory Committe) der CDC (Centers for Disease Control and Prevention, Atlanta, USA) überein [http://www.cdc.gov/ncidod/dhqp/guidelines.html]. Die eigene Lektüre der RKI- und CDC-Guidelines ist anzuraten, zumal dort wertvolle Hintergrundinformationen gegeben werden. Übersichten zu den einzelnen Themen finden sich Kap. Nosokomiale Infektionen auf der Intensivstation und auch im Standardwerk „Praktische Krankenhaushygiene und Umweltschutz“ (Daschner et al. 2006) sowie in Mayhall (2004).
Cave
Der weitaus häufigste Überträger von Infektionen ist der Mensch, d. h. auf der Intensivstation in erster Linie das medizinische Personal, das direkten Kontakt mit den Patienten hat. Dabei spielen kontaminierte Hände (und Handschuhe) bei der Infektionsübertragung die bei weitem wichtigste Rolle. Wände, Decken oder auch Fußböden bergen nur eine äußerst geringe Infektionsgefahr.

Surveillance nosokomialer Infektionen auf Intensivstationen

Die gezielte Surveillance (Erfassung, Analyse, Feedback und Diskussion) von device-assoziierten Infektionen ist auf Intensivstationen eine wichtige Maßnahme im Rahmen des Qualitätsmanagements (Gastmeier et al. 2008) (Kap. Intensivtherapie bei akuter Pankreatitis). Hier bietet sich im deutschsprachigen Raum die Teilname am Krankenhaus-Infektions-Surveillance-System (KISS) an (z. B. Modul ITS-KISS; www.nrz-hygiene.de). Wichtig ist, dass nur eine aktive Surveillance zu einer Reduktion der Infektionsraten beitragen kann. D. h. das Feedback der erhobenen Daten und die in der gemeinsamen Diskussion entstandenen Interventionsstrategien stehen im Vordergrund.

Prävention nosokomialer Infektionen

Es ist interessant, dass die Punktprävalenz nosokomialer Infektionen im Jahr 2011 mit ca. 4,5 % sich nicht wesentlich von den 1994 erhobenen Vorwerten von ca. 3,5 % unterscheidet (RKI 2012).
Methodologische Differenzen, aber auch eine kürzere Verweildauer und ein höheres Alter der Patienten müssen in die Betrachtung einbezogen werden. Im Gegensatz zu den geringen Unterschieden die nosokomialen Infektionen betreffend, hat sich die Anwendungsrate der Antibiotika stärker gesteigert mit einer Zunahme von knapp 18 % auf aktuell ca. 25 % (RKI 2012).
In den letzten Jahren hat es sich etabliert, wenige (3–6), im Idealfall evidenzbasierte Präventionsstrategien für die einzelnen Entitäten in einem Bündel zusammenzufassen und diese zu implementieren. Optimalerweise schließt sich eine Evaluation der Compliance mit Implementierung und Umsetzung der gebündelten Maßnahmen an. Vorschläge zu geeigneten Bündeln könnten die in Tab. 2 beschriebenen Maßnahmen sein
Tab. 2
Optionen für Infektionspräventionsbündel
Infektionsentität
Maßnahmen
Beatmungsassoziierte Pneumonie
(Lewalter et al. 2012)
– Sedierung-, Weaningprotokolle; Cuffdruckmessung
– Tägliche Indikationsprüfung der invasiven Beatmung
– Mundpflege 1×/Schicht
– Keine unnötigen Schlauchwechselintervalle (höchstens alle 7 Tage)
– Personalschulungen
– Infektionssurveillance
– Bei hohen Infektionsraten trotz Ausschöpfung aller Basismaßnahmen: Tuben mit subglottischer Sekretdrainage
Primäre Sepsis
(O’Grady et al. 2011)
– Standardisierte, aseptische Anlage, Vermeidung der V. femoralis
– Tägliche Überprüfung der Indikationsstellung
– Hautdesinfektion mit Chlorhexidin/Alkohol oder Octenidin/Alkohohl (Remanenzwirkung)
– Personalschulungen
– Infektionssurveillance
Katheterassoziierte Harnwegsinfektion
(Nicolle 2012)
– Standardisierte, aseptische Anlage
– Tägliche Überprüfung der Indikationsstellung
– Personalschulungen
– Infektionssurveillance
Postoperative Wundinfektion
(Bode et al. 2010; Harbarth 2006)
– Keine scharfe Rasur
– Präinterventionelle Ganzkörperwaschung mit Chlorhexidin (alternativ Octenidin), nasale Applikation von Mupirocin bei S. aureus-Besiedelung (alternativ Octenidin)
– Adäquate perioperative Antibiotikagabe (v. a. auch zum richtigen Zeitpunkt!)
– Vermeidung von Hypothermie, Hyperglykämie
– Infektionssurveillance

Isolierung infizierter und kolonisierter Patienten

Bauliche Voraussetzungen

Nach baulichen Gesichtspunkten können im Wesentlichen folgende Intensivstationen unterschieden werden:
  • Offene Stationen, bei denen die Betten nur durch einen bestimmten Abstand voneinander getrennt sind. In diesen Stationen ist eine vollständige räumliche Isolierung infizierter oder von mit Risikoerregern kolonisierten Patienten kaum möglich.
  • Stationen, bei denen zwischen den Patienten Trennwände stehen, sog. offene Boxen. In diesen Boxen können ggf. beatmete Patienten, deren Respirationstrakt mit multiresistenten Keimen besiedelt ist, isoliert werden (Bettplatzisolierung).
  • Stationen, bei denen einzelne Betten in geschlossenen Boxen oder Einzelzimmern stehen.
Eine Intensivstation sollte optimal mehrere Isolierzimmer mit groß genug bemessenem Vorraum/Schleuse und raumlufttechnischer Anlage besitzen.

Kohortenisolierung

In bestimmten epidemiologischen Situationen, z. B. bei Häufungen von Methicillin-resistenten S.-aureus-Kolonisationen/-Infektionen oder Gastroenteritiserregern, ist es notwendig, auch kolonisierte Patienten, also solche, die (noch) nicht erkrankt sind, zu isolieren. Bei der sog. Kohortenisolierung werden mit dem gleichen Erreger infizierte oder kolonisierte Patienten in einem räumlich abgetrennten Bereich zusammengefasst, um eine Infektionsübertragung auf noch nicht kolonisierte/infizierte Patienten zusätzlich zu verhüten. Essenziell bleibt aber eine hohe Compliance mit den Maßnahmen der Standardhygiene.

Hygienemaßnahmen bei multiresistenten Erregern – Beispiel Methicillin-resistente Staphylococcus aureus

Häufigkeit

Methicillin-resistente Staphylococcus aureus (MRSA) wurden erstmals in den 1960er-Jahren isoliert und haben sich seitdem weltweit verbreitet. In Norwegen, Schweden, Dänemark und den Niederlanden liegt die MRSA-Rate (Anteil an allen S. aureus-Isolaten in Blutkulturen) im Bereich bei maximal 1,6 %, in vielen südeuropäischen Ländern dagegen über 30 %. In Deutschland lag sie 2011 bei 16,2 % aller Staphylococcus-aureus-Isolate (EARS-Net [http://ecdc.europa.eu/en/activities/surveillance/EARS-Net/database/Pages/database.aspx]; Stand 01.03.2013). Insgesamt zeigt sich für Europa ein rückläufiger Trend. Resistenzraten von 58 deutschen Intensivstationen zeigt Tab. 3.
Tab. 3
Surveillance der Antibiotika anwendung und der bakteriellen Resistenzen auf Intensivstationen in Deutschland. (Angaben aus SARI [www.antibiotika-sari.de])
Erreger
Anteil resistenter Isolate (Median)
S. aureus, resistent gegen Methicillin (MRSA)
25%
E. faecium, resistent gegen Vancomycin (VRE)
11%
K. pneumoniae, resistent gegen Cephalosporine der 3. Generation (in der Regel 3MRGN; „ESBL-Phänotyp“)
12%
E. coli, resistent gegen Cephalosporine der 3. Generation (in der Regel 3MRGN; „ESBL-Phänotyp“)
14%
P. aeruginosa, resistent gegen Imipenem
30%
Multiresistente Erreger sind a priori nicht virulenter als sensible Erreger. Die Problematik besteht in den in einigen Fällen erheblich eingeschränkten Therapieoptionen, die die Behandlung mit gegenüber der Standardtherapie z. T. unterlegenen Substanzen erforderlich machen. Die Prävention der Transmission resistenter Erreger hat folglich einen hohen Stellenwert. Unkritischer Antibiotikaeinsatz erhöht den Selektionsdruck auf resistente Erreger und muss konsequent unterbleiben (wichtig dafür u. a. Monitoring und Schulungen).
Eine Kolonisation mit multiresistenten Erregern ist keine Indikation für eine systemische Antibiotikagabe Eine rationale Antibiotikatherapie in Kombination mit effektiven Hygienemaßnahmen ist der entscheidende Schlüssel für die Kontrolle der Resistenzausbreitung (Kap. Antibiotika, Antibiotikaprophylaxe und Antimykotika in der Intensivmedizin).
Der Nasenvorhof als natürliches Reservoir für S. aureus bildet meist den Ausgangspunkt für eine Besiedlung der übrigen Körperstellen. Daher ist zur Erfassung der Besiedlung mit MRSA der Nasenabstrich unerlässlich (angefeuchteter steriler Tupfer). Die erforderliche hohe Sensitivität beim Nachweis bzw. Ausschluss von MRSA erreicht man durch kombinierte Abstriche von Nase, Rachen, zusätzlich Perineum/Leiste oder vorhandenen Wunden. Ein routinemäßiges Aufnahme-Screening auf Intensivstationen (Nase/Rachen) kann sinnvoll sein und vereinfacht das Procedere (insbesondere bei hoher MRSA-Prävalenz).
Der wichtigste Übertragungsweg von Patient zu Patient über das Personal ist auch hier der direkte bzw. indirekte Kontakt (über die Hände und mit dem Nasen-Rachen-Raum). Beim trachealen Absaugen (MRSA im Trachealsekret), beim Verbandwechsel (MRSA in der Wunde) oder beispielsweise beim Bettenmachen (v. a. bei perinealen MRSA-Trägern) besteht das Risiko, dass über Tröpfchen, Sekrete bzw. selten auch Hautschuppen Erreger übertragen werden.
MRSA in der eigenen Einrichtung
Der Verbreitungsgrad von MRSA und anderen multiresistenten Erregern in der eigenen Klinik muss bekannt sein und seit Inkrafttreten des Infektionsschutzgesetzes auch systematisch erfasst werden. Bei Ausbrüchen, d. h. beim Auftreten von Infektionen (nicht Kolonisationen) bei zwei oder mehreren Patienten durch den gleichen Erreger, bei denen ein epidemiologischer Zusammenhang anzunehmen oder bestätigt ist, müssen die speziellen Hygienemaßnahmen oft noch ausgeweitet werden, und es besteht Meldepflicht.
Ausbrüche (MRSA Infektionen) sind nach § 6 IfSG dem Gesundheitsamt nichtnamentlich zu melden. Darüber hinaus besteht eine gesetzliche Verpflichtung des Labors zur Meldung des MRSA-Nachweises in primär sterilen Materialien (Blutkultur, Liquor).

Wichtigste Hygienemaßnahmen bei MRSA-positiven Patienten in der Intensivmedizin

Basis
Hohe Compliance mit den Standardhygienemaßnahmen, d. h. insbesondere adäquate Händedesinfektion auf Basis der WHO-Indikationen und Handschuhwechsel (s. unten): bei Patientenkontakt und vor Verlassen des Bettplatzes bzw. Patientenzimmers. Die Händedesinfektion ist ggf. auch für Besucher wichtig.
Isolierung
Einzelzimmer oder Bettplatzisolierung; ggf. Kohortenisolierung (s. oben). Die Isolierung in einem Einzelzimmer hat jedoch keinen Nutzen, wenn die Standardhygienemaßnahmen nicht eingehalten werden und der Personalschlüssel unzureichend ist.
Kontaktpatienten
Patienten, die vor der Isolierung eines MRSA-positiven Patienten mit diesem in Kontakt gekommen sind (z. B. Nachbarpatienten), sollten gescreent werden (Nase, Rachen, Perineum/Leiste, ggf. Wunden).
Screening
Bei Risikopatienten (z. B. aus Ländern/Einrichtungen mit hoher MRSA-Prävalenz, MRSA-Nachweis bei früheren Aufenthalten) sollten bei Wiederaufnahme Kontrollabstriche durchgeführt werden (ggf. Primärisolierung bis zum Erhalt des negativen Ergebnisses). In Ausbruchsituationen kann auch ein Screening der gesamten Station – ggf. auch inklusive Personal – notwendig sein.
Dekolonisierung
Lokal Mupirocin-Nasensalbe (3× tgl.), tägliche Ganzkörperwaschung mit desinfizierenden Substanzen (z. B. Octenidin, Polyhexanid) für 5 Tage.
Kontrollen
Nach 2 Tagen Pause können dann zur Kontrolle des Therapieerfolgs 3 Abstrichserien (immer Nase, Rachen, Leiste, ggf. weitere Lokalisationen) im Abstand von 24 h durchgeführt werden. Bei nicht erfolgreicher Dekolonisierung kann die Therapie bis zu 2× wiederholt werden (alternativ ggf. Octenidin-, Polyhexanid- oder PVP-Jod-haltige Salbe). Unterstützend sollte bei Hautkolonisation eine tägliche Ganzkörperwaschung mit desinfizierenden Substanzen (v. a. Octenidin, Polyhexanid) erfolgen.
Organisation
Die Akte eines MRSA-positiven Patienten sollte gekennzeichnet sein, und alle Kontaktbereiche sollten informiert werden (Physiotherapeuten, Reinigungspersonal, Röntgenpersonal etc.). Wenn möglich auch elektronischer Hinweis im EDV-Patientendatensystem.
Sonstige Maßnahmen
Bei pflegerischem oder Körperkontakt mit infizierten oder kolonisierten MRSA-Trägern sollten patientenbezogen Handschuhe getragen werden (dies ist bei anderen Tätigkeiten, z. B. Essensversorgung, nicht erforderlich). Bei direktem Patientenkontakt, z. B. auch beim Bettenmachen, sollten zusätzlich Kittel und Mund-/Nasenschutz getragen werden; Letzteres zur Verhinderung einer Übertragung durch unbewusste Hand-zu-Mund bzw. -Nasen-Bewegungen des Personals. Kopfhauben sind nicht erforderlich.
Nur die notwendigen Pflegeutensilien werden im Zimmer gelagert; Blutdruckmanschetten, Stethoskope und Fieberthermometer dürfen nur patientenbezogen eingesetzt bzw. müssen nach Gebrauch desinfiziert werden (dies sollte grundsätzlich so gehandhabt werden).
Wäsche- und Geschirraufbereitung bedürfen keiner besonderen, über das normale Maß hinausgehenden Maßnahmen
Abfall wird im Patientenzimmer gesammelt und mit dem Hausmüll entsorgt. Die Wäsche wird im Zimmer gesammelt.
Die Besiedelung mit MRSA darf kein Grund sein, einen Patienten nicht aufzunehmen, nicht zu untersuchen oder nicht an rehabilitativen Maßnahmen teilnehmen zu lassen. Allenfalls ist es sinnvoll, vor verschiebbaren Interventionen eine Eradikation anzustreben. Weiterbehandelnde Institutionen müssen natürlich informiert werden.
Das Patienten- bzw. Behandlungszimmer nach Entlassung wischdesinfizieren (besonders wichtig: Flächen mit Haut- und Händekontakt).
Wichtig für Intensivstationen ist die leichte Erreichbarkeit von Händedesinfektionsmittel-Spendern (bettplatznah); ggf. zusätzlich sog. Kittelflaschen verwenden.

Weitere wichtige multiresistente Erreger (4MRGN, 3MRGN [oft „ESBL“-Phänotyp], VRE)

Während die MRSA-Raten tendenziell rückläufig sind, stellen andere multi- oder sogar panresistente Erreger eine zunehmende Herausforderung dar – sowohl infektionshygienisch als auch therapeutisch.
Von besonderer Bedeutung sind hier die gramnegativen Erreger, die man grob in die Enterobakterien und die sog. Non-Fermenter differenzieren kann.
Die wichtigsten Vertreter der Enterobakterien sind Escherichia coli und Klebsiella ssp. Zu den Non-Fermentern gehören Pseudomonas aeruginosa und Acinetobacter-baumannii-Komplex-Stämme. Für alle ist eine deutliche Zunahme insbesondere auf Intensivstationen zu verzeichnen. Aufgrund der Komplexität der zugrunde liegenden Resistenzmechanismen bei Enterobakterien und der vielfach nicht molekularen Verifizierung wurde kürzlich eine Klassifizierung anhand der phänotypischen Resistenzeigenschaften vorgeschlagen. Sind die Bakterien gegen Leitantibiotika von 3 der 4 Substanzklassen – Azylureidopenicilline, 3./4. Generationscephalosporine, Fluorochinolone und Carbapeneme – sensibel, klassifiziert man sie als 3MRGN (multiresistente gramnegative Erreger; unabhängig von Vorhandensein von Genen für ESBL respektive ihrer Expression). Besteht eine Resistenz gegen Leitantibiotika aller 4 Substanzklassen, fallen die Bakterien in die Gruppe der 4MRGN (KRINKO 2012).
Um die Ausbreitung der MRGN zu verhindern, gilt es, die Übertragung von Patient zu Patient zu verhindern (konsequente Standardhygiene und adäquate Isolierungsmaßnahmen) und Antibiotika rational und so kurz wie möglich einzusetzen. Eine aktuelle KRINKO-Empfehlung empfiehlt das in Tab. 4 gezeigte Vorgehen bzw. eine Adaptierung dieses Vorschlags an die eigene lokale Situation (Tab. 4; KRINKO 2012).
Tab. 4
KRINKO-Empfehlung zum Umgang mit multiresistenten gramnegativen Bakterien (MRGN). (Aus Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention (KRINKO) beim Robert Koch-Institut – RKI 2012)
Erreger
Aktives Screening und Isolierung bis zum Befund1
Prävention der Übertragung
Sanierung
Normalbereiche
Risikobereiche1, 2
3MRGN E. coli
Nein
Basishygiene
Isolierung
Nicht empfohlen
4MRGN E. coli
Risikopopulation4 (rektal, ggf. Wunden, Urin)
Isolierung
Isolierung
Nicht empfohlen
3MRGN Klebsiella spp.
Nein
Basishygiene
Isolierung
Nicht empfohlen
4MRGN Klebsiella spp.
Risikopopulation (rektal, ggf. Wunden, Urin)
Isolierung
Isolierung
Nicht empfohlen
3MRGN Enterobacter spp.
Nein
Basishygiene
Basishygiene
Nicht empfohlen
4MRGN Enterobacter spp.
Risikopopulation (rektal)
Isolierung
Isolierung
Nicht empfohlen
andere 3MRGN Enterobakterien
Nein
Basishygiene
Basishygiene
Nicht empfohlen
andere 4MRGN Enterobakterien
Risikopopulation4 (rektal)
Isolierung
Isolierung
Nicht empfohlen
3MRGN P. aeruginosa
Nein
Basishygiene
Isolierung
Nicht empfohlen
4MRGN P. aeruginosa
Risikopopulation (rektal, Rachen)
Isolierung
Isolierung
Nicht empfohlen
3MRGN A. baumannii
Nein
Basishygiene
Isolierung
Ungeklärt
4MRGN A. baumannii
Risikopopulation (Mund-Rachen-Raum, Haut)
Isolierung
Isolierung
Ungeklärt
1Risikobereiche sind nach individueller Risikoabwägung, z. B. auf Basis des Patientengutes und baulich-struktureller Gegebenheiten, festzulegen, wobei Intensivstationen, inklusive der Neonatologie und hämatologisch-onkologische Stationen als Bereiche mit besonders gefährdeten Patienten gelten
2In der Neonatologie kann bereits eine alleinige Resistenz gegenüber 3.-Generations-Cephalosporinen bei bestimmten Erregern (wie z. B. K. pneumoniae, E. cloacae, S. marcescens, P. aeruginosa, Acinetobacter spp., C. koseri) interdisziplinäre Überlegungen zur Notwendigkeit einer krankenhaushygienischen Intervention nach sich ziehen
3Eine gemeinsame Isolierung (Kohortenisolierung) kann nur für Patienten mit einem MRGN derselben Spezies mit gleichem Resistenzmuster erfolgen
4Als Risikopatienten gelten Patienten mit kürzlichem Kontakt zum Gesundheitssystem in Ländern mit endemischem Auftreten und Patienten, die zu 4MRGN-positiven Patienten Kontakt hatten, d. h. im gleichen Zimmer gepflegt wurden
Vancomycin-resistente Enterokokken (VRE) nehmen auch in Europa zu. Obwohl die leicht übertragbaren Enterokokken per se nicht sehr virulent sind, können Infektionen zu erheblichen Problemen führen, v. a. wegen der meist schweren Grunderkrankungen der Patienten (Hübner et al. 2005). Klinisch bedeutsam sind Enterococcus faecalis und Enterococcus faecium. Bei den meisten VRE handelt es sich um E. faecium. Die Resistenz gegen Vancomycin ist häufig verbunden mit Mehrfachresistenz, die Ampicillin und andere Penicilline einschließt und über die Gene VanA und VanB vermittelt ist.
Durch die Mehrfachresistenz sind die therapeutischen Möglichkeiten eingeschränkt. Im Rahmen von Ausbrüchen v. a. bei hämatologisch/onkologischen Patienten und bei großen chirurgischen Eingriffen spielen auch in Deutschland besonders virulente Stämme („clonal complex 17“) eine zunehmende Rolle. Zur Kontrolle von VRE ist wie bei MRSA eine hohe Compliance mit den Maßnahmen der Standardhygiene essenziell. Zusätzlich wird eine Barrierepflege bei Arbeit direkt am Patienten (Handschuhe, Schutzkittel) empfohlen. Die Notwendigkeit eines Mund-Nasen-Schutzes entfällt, da keine nasale Trägerschaft zu erwarten ist.
Die Evidenz für eine zusätzliche aufwendige räumliche Isolierung ist schwach (auf Intensivstationen bei konsequenter Basishygiene nicht generell zu empfehlen). Aufgrund der hohen Tenazität der Enterokokken ist die häufige Wischdesinfektion der patientennahen Flächen und aller Handkontaktstellen von hoher Bedeutung.

Reinigung und Desinfektion

Händedesinfektion Abschn. 3.1.

Raumdesinfektion

Es genügt eine Wischdesinfektion der horizontalen patientennahen Flächen sowie der Handkontaktflächen des Personals.
Eine routinemäßige Desinfektion von Waschbecken, Siphons oder Toiletten ist nicht nötig; eine Reinigung mit einem umweltfreundlichen Reinigungsmittel reicht aus. Die Desinfektion ist aber erforderlich nach Benutzung durch Patienten mit multiresistenten Erregern oder meldepflichtigen Erkrankungen.
Reinigung und Desinfektion sollten nur von geschultem Personal durchgeführt werden. Desinfizierend gereinigt werden:
  • patientennahe Flächen (z. B. Nachttisch, Versorgungsleiste, Monitor, Medikamentenwagen, Verbandswagen, Beistelltische): routinemäßig in der Regel 1×/Arbeitsschicht,
  • Flächen, die häufig mit den Händen berührt werden (Bedienungsoberflächen des Beatmungsgeräts und der Monitore): ebenfalls 1× in jeder Schicht.
Für jeden Raum und für jede Box sollten frische Tücher verwendet werden. Für kleine Flächen ist Alkohol 60–70 % (z. B. 60%iger Isopropanol) gut geeignet, Materialverträglichkeit vorausgesetzt.
Bei Kontamination von Flächen inklusive Fußboden mit z. B. Blut, Sputum, Wundexsudat muss sofort gezielt desinfiziert werden, d. h. die Kontamination wird mit einem desinfektionsmittelgetränkten Tuch mit Handschuhen entfernt. Der Fußboden wird 1–2× täglich mit dem hausüblichen Reinigungssystem (ohne Zusatz eines Desinfektionsmittels) gereinigt (Dettenkofer et al. 2004).
Das Versprühen von Desinfektionsmitteln sollte generell vermieden werden, denn dadurch gelangt das Mittel nicht nur auf den Gegenstand, sondern auch in die Atemwege von Patienten und Personal.
Die Verwendung von Desinfektionsmitteln in Konzentrationen der Desinfektionsmittelliste des Robert Koch-Instituts ist auch bei meldepflichtigen Infektionskrankheiten nicht notwendig, sondern nur im Seuchenfall und nur auf Anordnung des Amtsarztes. Eine Raumdesinfektion durch Verdampfen von Formaldehyd ist auch nach meldepflichtigen Erkrankungen, z. B. offener Lungentuberkulose, nicht sinnvoll und indiziert. Die abschließende Bewertung der Anwendung von H2O2-Verneblung im Ausbruchsfall durch Erreger hoher Umweltstabilität (z. B. Acinetobacter baumannii) steht noch aus (ist als Option aber in Betracht zu ziehen).

Reinigung und Desinfektion der Betten

Matratzen erhalten einen flüssigkeitsdichten und wasch-/abwischbaren Schonbezug; Kopfkissen und Bettdecken müssen desinfizierend gewaschen werden können. Bettgestelle müssen zur Aufbereitung nicht in eine Zentrale gefahren werden, die Reinigung und Wischdesinfektion kann manuell auf der Station erfolgen.

Wasserhygiene

In Übereinstimmung mit Empfehlungen der Weltgesundheitsorganisation und den Centers for Disease Control and Prevention (USA) ist der Wert von routinemäßigen Wasseruntersuchungen auf Legionellen umstritten, die heute allerdings auf der Basis der Trinkwasserverordnung in der Regel 1–2× jährlich erfolgen. Bei jeder nosokomialen Pneumonie muss konsequent die Legionellenätiologie ausgeschlossen werden. Wenn eine Legionellenpneumonie auf einer Station auftritt, sind unverzüglich gezielte Wasseruntersuchungen auf Legionellen erforderlich (ggf. Typisierung bei positivem Nachweis). Präventionsmaßnahmen müssen mit der Krankenhaushygiene- und Technikabteilung abgestimmt werden und können aus Legionellenfiltern in Hochrisikobereichen bestehen.

Aufbereitung von medizinischem Instrumentarium

Die sichere Aufbereitung von medizinischem Instrumentarium gehört zu den unerlässlichen Standardhygienemaßnahmen (Daschner et al. 2006; Mayhall 2004; Schulz-Stübner et al. 2003). Hierzu wird besonders auf die einschlägigen, aktuellen Empfehlungen des Robert Koch-Instituts hingewiesen [www.rki.de]. Diese sind auch in der Medizinprodukte-Betreiberverordnung verankert. Das Muster eines Reinigungs- und Desinfektionsplans für eine Intensivstation ist in Tab. 5 aufgeführt.
Tab. 5
Muster eines Reinigungs- und Desinfektionsplans für die Intensivmedizin
Was?
Wann?
Womit?
Wie?
Hygienische Händedesinfektion
Gemäß den 5 Indikationen der WHO, z. B. unmittelbar vor Verbandswechsel, Injektionen, Blutabnahmen, Anlage von Blasen- und Venenkathetern, nach Kontamination* (bei grober Verschmutzung vorher Hände waschen), nach Ausziehen der Handschuhe
Alkoholisches Händedesinfektionsmittel (farb- und duftstofffrei)
Ausreichende Menge entnehmen, damit die Hände vollständig benetzt sind, gründlich verreiben, bis die Hände trocken sind (30 s); kein Wasser zugeben!
Händereinigung
Bei Betreten bzw. Verlassen des Arbeitsbereiches, nach Verschmutzung
Flüssigseife aus Spender
Hände waschen, mit Einmalhandtuch abtrocknen
Chirurgische Händedesinfektion
Vor operativen Eingriffen
Alkoholisches Händedesinfektionsmittel: saubere Hände und Unterarme (ggf. zuvor waschen; dabei Nägel und Nagelfalze nur bei Verschmutzung bürsten), anschließend Händedesinfektionsmittel präparateabhängig während 1,5–3 min portionsweise auf den Händen und anfangs auch den Unterarmen verreiben
Hautdesinfektion des Patienten
Vor Punktionen, bei Verbandswechsel usw.
Alkoholisches Hautdesinfektionsmittel oder PVP-Jod/Alkohol-Lösung
Sprühen – wischen – sprühen (−wischen)
Dauer: 30 s (s. Herstellerangabe)
Vor Anlage von intravasalen Kathetern
Alkoholisches Hautdesinfektionsmittel (vorzugsweise mit remanentem Wirkstoffzusatz: z. B. Octenidin)
Mit sterilen Tupfern mehrmals auftragen und einreiben (wichtig: nicht nur sprühen)
Dauer: 1 min (s. Herstellerangabe)
 
Vor invasiven Eingriffen mit besonderer Infektionsgefährdung (z. B. Gelenkpunktionen)
Alkoholisches Hautdesinfektionsmittel, ggf. mit remanentem Zusatz
Mit sterilen Tupfern mehrmals auftragen und einreiben (wichtig: nicht nur sprühen); Dauer: 3 min
Schleimhautdesinfektion
z. B. vor Anlage von Blasenkathetern
Octenidin-haltiges Schleimhautdesinfektionsmittel; oder PVP-Jodlösung ohne Alkohol
Unverdünnt auftragen; Dauer: 1 min (s. Herstellerangabe)
Instrumente
Nach Gebrauch
Reinigungs- und Desinfektionsautomat, verpacken, autoklavieren oder
in Instrumentenreiniger/-desinfektionsmittel (immer bei Verletzungsgefahr) einlegen und reinigen (ggf. Ultraschallbad), abspülen, trocknen, verpacken, autoklavieren
Standgefäß mit Kornzange
1× täglich
Reinigen, verpacken, autoklavieren (bei Verwendung kein Desinfektionsmittel in das Gefäß geben)
Trommeln
1× täglich nach Öffnen (Filter regelmäßig wechseln)
Reinigen, autoklavieren
Blutdruckmanschette Kunststoff
(vorzugsweise patientenbezogener Einsatz)
Nach Kontamination, nach Verschmutzung, nach jedem Patienten
Mit Flächendesinfektionsmittel bzw. Alkohol 60–70% abwischen, trocknen oder Reinigungs- und Desinfektionsautomat
In Instrumentenreiniger einlegen, abspülen, trocknen, autoklavieren oder Reinigungs- und Desinfektionsautomat
Stethoskop
Nach jedem Patienten
Alkohol 60–70%
Abwischen
Mundpflegeset
3× täglich
Reinigungs- und Desinfektionsautomat, trocknen oder mit Alkohol 60–70% abwischen
mit Alkohol 60–70% abwischen
Reinigungs- und Desinfektionsautomat
oder in Instrumentenreiniger einlegen, trocknen, verpacken, autoklavieren
mit Alkohol 60–70% auswischen
Tablett/Becher, Klemme
Nach jedem Gebrauch 1× täglich
Becher mit Gebrauchslösung
Nach jedem Gebrauch
Führungsstab
Nach Gebrauch
Reinigungs- und Desinfektionsautomat oder reinigen, verpacken, autoklavieren
Sauerstoffanfeuchter
Gasverteiler
Bei Patientenwechsel oder alle 48 h (ohne Aqua dest.)
Reinigungs- und Desinfektionsautomat oder reinigen, trocknen, autoklavieren
Wasserbehälter
Verbindungsschlauch
Alle 7 Tage
Reinigungs- und Desinfektionsautomat (Flowmeter mit Alkohol 60–70% abwischen)
Haarschneide-maschine
Nach Gebrauch
Mit Alkohol 60–70% abwischen
Scherkopf
Nach Gebrauch
Reinigen, in Alkohol 60–70% für 10 min einlegen, trocknen oder reinigen, autoklavieren (Pflegeöl benutzen)
Geräte, insbesondere Bedienungsknöpfe
1× pro Schicht
Flächendesinfektionsmittel
Abwischen
Mobiliar
Nach Kontamination
Flächendesinfektionsmittel
Abwischen
Kuhn-System, −Beatmungsbeutel
Alle 24 h bzw. bei Patientenwechsel
Reinigungs- und Desinfektionsautomat
Laryngoskopgriff, Tubusklemme
Nach Gebrauch
Flächendesinfektionsmittel oder Alkohol 60–70%
Abwischen
Laryngoskop-spatel
Nach Gebrauch
Reinigungs- und Desinfektionsautomat, zuvor ggf. Birne entfernen
Masken, Guedel-Tubus, Magill-Zange
Nach Gebrauch
Reinigungs- und Desinfektionsautomat oder
in Instrumentenreiniger einlegen, abspülen, trocknen, verpacken, autoklavieren
Temperatursonden
Nach Gebrauch
Alkohol 60–70%
Abwischen
Notfallbeatmungsgerät (Schläuche, Ventil, Beutel etc.)
Nach Gebrauch
Mit Flächendesinfektionsmittel abwischen; Reinigungs- und Desinfektionsautomat
Transducer und Kabel
Direkt vor und nach Gebrauch, bei jedem Systemwechsel
Flächendesinfektionsmittel oder Alkohol 60–70%
Abwischen
Kapnometrieschlauch und Adapter
Nach Gebrauch
Desinfektion oder autoklavieren
ICP-Kabel
Bei Systemwechsel
Mit Flächendesinfektionsmittel abwischen
ICP-Sonde
Nach Gebrauch
Mit Alkohol 60–70% abwischen, anschließend Niedrigtemperatursterilisation (Plasmasterilisation)
Pulsoxymetriekabel und Clip
Bei Patientenwechsel 1× täglich
Alkohol 60–70% oder Flächendesinfektionsmittel
Abwischen
Beatmungszubehör (z. B. Schläuche, Wasserfalle, Verneblertopf, Tubusadapter, Y-Stück)
Bei Patientenwechsel (bzw. vorher bei Verschmutzung)
Reinigungs- und Desinfektionsautomat
Absauggefäße inkl. Verschlussdeckel und Verbindungsschläuche
1× täglich oder bei Patientenwechsel
Reinigungs- und Desinfektionsautomat oder
in Desinfektionsmittel einlegen, abspülen, trocknen
Waschbecken
1× täglich
Mit umweltfreundlichem Reiniger reinigen
Duschen
Nach Benutzung durch infizierte Patienten
Flächendesinfektionsmittel
Nach der Einwirkzeit mit Wasser nachspülen, trocknen
Fußboden
1–2 mal täglich
Umweltfreundlicher Reiniger
Hausübliches Reinigungssystem
Wischen
Nach Kontamination*
Flächendesinfektionsmittel
Waschschüsseln
Nach Benutzung
Vorzugsweise maschinelle (thermische) Aufbereitung
Nagelbürsten
Nach Gebrauch
Reinigungs- und Desinfektionsautomat oder
in Instrumentenreiniger einlegen, abspülen, autoklavieren
Steckbecken, Urinflaschen
Nach Gebrauch
Steckbeckenspülautomat
Abfall, bei dem Verletzungsgefahr besteht, z. B. Skalpelle, Kanülen
Direkt nach Gebrauch (bei Kanülen kein Recapping!)
Entsorgung in durchstichsichere und fest verschließbare Kunststoffbehälter
* Kontamination: Kontakt mit (potenziell) infektiösem Material
Anmerkungen:
Nach Kontamination mit potenziell infektiösem Material (z. B. Blut, Exsudaten oder Exkreten) immer sofort gezielte Desinfektion der Fläche
Beim Umgang mit Desinfektionsmitteln immer mit (Haushalts-)Handschuhen arbeiten (Allergisierungspotenzial)
Ansetzen der Desinfektionsmittellösungen nur in kaltem Wasser (Vermeidung schleimhautreizender Dämpfe); keine Schüttmethode
Anwendungskonzentration und Einwirkzeiten von Instrumentendesinfektionsmitteln einhalten
Standzeiten von Instrumentendesinfektionsmitteln nach Herstellerangaben (wenn Desinfektionsmittel mit Reiniger angesetzt wird: täglich wechseln)
Zur Flächendesinfektion nicht sprühen, sondern wischen
Nach Wischdesinfektion: Benutzung der Flächen möglich, sobald diese wieder trocken sind
Benutzte, d. h. mit Blut etc. belastete Flächendesinfektionsmittellösung mindestens täglich wechseln.
Haltbarkeit einer unbenutzten dosierten Flächendesinfektionsmittellösung (z. B. 0,5%) in einem verschlossenen Behälter (z. B. Spritzflasche) nach Herstellerangaben (meist 14–28 Tage).
Reinigungs- und Desinfektionsautomat: mindestens 80°C, 10 min Haltezeit (ohne Desinfektionsmittelzusatz; A0-Wert = 600; in der Regel gefordert: A0-Wert = 3000).

Unnötige Hygienemaßnahmen

Routinemäßige Abklatschuntersuchungen von Flächen oder Gegenständen zur Überprüfung der Effektivität von Reinigung oder Desinfektion, routinemäßige Personaluntersuchungen oder routinemäßige Luftkeimzahlbestimmungen auf Intensivstationen sind nicht zielführend, beanspruchen aber die knappen Ressourcen (Übersicht).
Auswahl unnötiger Hygienemaßnahmen im Intensivbereich
  • Routinemäßige Abklatschuntersuchungen
  • Personal-, Material- und Geräteschleusen
  • Umkleiden bei Betreten oder Verlassen der Intensivstation
  • Spezifische Bereichskleidung
  • Routinemäßig Kittel für Besucher
  • Plastiküberschuhe oder spezielles Schuhwerk
  • Routinemäßige Personaluntersuchungen (z. B. Rachenabstriche)
  • Routinemäßige Luftkeimzahlbestimmungen
  • Routinemäßige ungezielte Wasseruntersuchungen
  • Routinemäßige Desinfektion von Waschbecken, Siphons, Gullys, Fußboden
  • Klebematten, Desinfektionsmatten
  • UV-Lampen
  • Routinewechsel von medizinischen „devices“ (Kap. Nosokomiale Infektionen auf der Intensivstation)

Klimatisierung/raumlufttechnische Anlagen

Bei der Klimatisierung von Intensivstationen muss zwischen arbeitsphysiologischen und hygienischen Anforderungen unterschieden werden. Aus arbeitsphysiologischen Gründen (angenehmes Raumklima für Patienten und Personal, Wärmeabführung von Geräten) ist es meist notwendig, Intensivstationen mit raumlufttechnischen Anlagen auszustatten (2-stufige Filterung in der Regel ausreichend; in der 2. Stufe Filterklasse F9). Aus rein infektionspräventiven Gründen, d. h. zur Verhütung einer aerogenen Keimübertragung, ist es nur notwendig, bestimmte Teilbereiche einer Intensivstation zu klimatisieren, abhängig vom jeweiligen Patientenkollektiv, das auf der betreffenden Station betreut werden muss.

Umweltschutz auf Intensivstationen

Mit Ausnahme von Spritzen und Nadeln ist bisher nicht nachgewiesen worden, dass die Verwendung von Einwegmaterial zu einer Senkung der Infektionsrate führt. Viele Einwegmaterialien (z. B. Beatmungsschläuche, Einwegabsaugsysteme) können durch Mehrwegmaterialien ersetzt werden. Einige Einwegsysteme können wiederaufbereitet werden, z. B. Atemtrainer oder Sauerstoffmasken. Die Wiederaufbereitung von Einwegmaterialien ist in Deutschland gesetzlich nicht verboten, muss dann aber hohen hygienischen Standards genügen [www.rki.de]. Einschränkend ist zu berücksichtigen, dass aufwendige Aufbereitungsprozesse die ökologische Bilanz deutlich negativ belasten können.
Geschlossene Trachealabsaugsysteme können 48–72 h verwendet werden. Infusionsbestecke müssen nicht häufiger als alle 96 h gewechselt werden, dadurch wird die Menge des Kunststoffabfalls deutlich reduziert (vorzugsweise PVC-freie Bestecke verwenden). Einweggeschirr ist aus hygienischen Gründen überflüssig.
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