Histopathologie der Haut
Info
Verfasst von:
R. Hofmann-Wellenhof, V. Ahlgrimm-Siess und E. Arzberger
Publiziert am: 25.06.2015

Konfokale Laser Scanning Mikroskopie und Histopathologie

Die konfokale Laser-Scanning-Mikroskopie (R eflectant C onfocal M icroscopy, RCM) ermöglicht die in vivo Untersuchung der obersten Hautschichten in nahezu mikroskopischer Auflösung. Sie stellt ein ideales Bindeglied zwischen der Auflichtmikroskopie und der konventionellen Histologie dar. Auch ex vivo sind Einsatzmöglichkeiten, wie zum Beispiel die Beurteilung von Resektionsrändern, in Erprobung. Durch die leichte Bedienung und die Weiterentwicklung der Geräte findet die RCM von rein wissenschaftlichen Anwendungen den Weg in die dermatologische Routinediagnostik. Ein weiteres wichtiges Einsatzgebiet der RCM ist das Monitoring verschiedener Therapiemodalitäten, da konsekutive Aufnahmen von derselben Lokalisation beliebig oft schmerzfrei durchgeführt werden können (Hofmann-Wellenhof et al. 2012, Welzel et al. 2011).
Die konfokale Laser-Scanning-Mikroskopie (R eflectant C onfocal M icroscopy, RCM) ermöglicht die in vivo Untersuchung der obersten Hautschichten in nahezu mikroskopischer Auflösung. Sie stellt ein ideales Bindeglied zwischen der Auflichtmikroskopie und der konventionellen Histologie dar. Auch ex vivo sind Einsatzmöglichkeiten, wie zum Beispiel die Beurteilung von Resektionsrändern, in Erprobung. Durch die leichte Bedienung und die Weiterentwicklung der Geräte findet die RCM von rein wissenschaftlichen Anwendungen den Weg in die dermatologische Routinediagnostik. Ein weiteres wichtiges Einsatzgebiet der RCM ist das Monitoring verschiedener Therapiemodalitäten, da konsekutive Aufnahmen von derselben Lokalisation beliebig oft schmerzfrei durchgeführt werden können (Hofmann-Wellenhof et al. 2012, Welzel et al. 2011).

Technische Einführung und Aufnahmetechnik

Im Gegensatz zur konventionellen Durchlichtmikroskopie verwendet man bei der RCM das von der Haut reflektierte Licht. Die Haut wird mit einem Laserlichtstrahl beleuchtet. Das Licht wird von den Strukturen der Haut unterschiedlich reflektiert und durch optische Elemente und eine Lochblende auf einen Detektor geleitet. Durch diese Technik wird jeweils nur das Licht von einem bestimmten Punkt einer horizontalen Ebene reflektiert und scharf dargestellt. Das Licht aus den umgebenden Strukturen kommt nicht durch die Lochblende und wird so weggefiltert. Diese Technik limitiert die Eindringtiefe und erhöht die Auflösung. Bei einer Wellenlänge von 830 nm und Energie von weniger als 30 mW (Laserklasse I) liegt die Eindringtiefe bei den derzeit im Handel befindlichen Geräten bei 250–300 μm. Die laterale Auflösung liegt im Bereich von 0,5–1 μm, die vertikale Auflösung entspricht mit 3–5 μm der Schichtdicke der konventionellen Histologie. Der größte Unterschied im Vergleich zur herkömmlichen Histologie liegt in der horizontalen Betrachtungsweise bei der RCM. Die Interpretation der RCM-Bilder bedarf einiger Übung (Rajadhyaksha et al. 1999).
Bei den derzeit im Handel befindlichen Geräten unterscheidet man ein Handgerät und ein Gerät (Vivascope 1500), bei dem ein auf die Haut geklebter Metallring mit einem Plastikfenster die Verbindung mit dem RCM ermöglicht. Bei der Aufnahme werden die Oberflächenreflexionen durch ein Öl vermindert. Bevor man mit der RCM beginnt wird mit einer speziellen Kamera ein auflichtmikroskopisches Bild gemacht, das zur Orientierung dient. Das Bild wird in der Software angezeigt und hilft beim Scannen bestimmter Regionen. Die Software des Gerätes ermöglicht ein navigieren in horizontaler und vertikaler Ebene. Man unterscheidet unterschiedliche Aufnahmemodalitäten. Ein Aufnahmefeld hat die Größe von 500 × 500 μm. Man kann, gleich einem Mosaik mehrere dieser Aufnahmefelder aneinander reihen, wobei Felder von 1 × 1 mm bis 8 × 8 mm aufgenommen werden können. Ein anderer Aufnahmemodus ermöglicht an der gleichen Stelle Felder in verschiedenen Tiefen automatisch aufzunehmen. Es entstehen somit Schichtaufnahmen innerhalb eines 500 × 500 μm großen Feldes, vergleichbar mit einer optischen Stanzbiopsie. Auch kurze Videosequenzen können aufgenommen werden, um zum Beispiel den Blutfluss zu dokumentieren.
Bei dem Handgerät Vivascope 3000 ist das Betrachtungsfeld mit 1000 × 1000 μm größer, es können aber keine Aufnahmen in horizontaler Ausrichtung aneinander gereiht werden (Hofmann-Wellenhof et al. 2009).
Das Vivascope 1500 Multiwave verfügt über Laserlichtquellen mit verschiedenen Wellenlängen und kann mit verschiedenen Fluoreszenzfarbstoffen für experimentelle Anwendungen verwendet werden.
Eine mögliche zukünftige Alternative zur Schnellschnittdiagnostik könnte die Untersuchung von frischem Operationsgewebe mit dem ex vivo Gerät Vivascope 2500 Multiwave werden. Bei diesem Gerät werden das exzidierte Gewebe auf einen Objekttisch gespannt und die Schnittränder nach Tumorgewebe untersucht. Fluoreszenzfarbstoffe oder Essigsäure können die Kontraste verstärken. Diese Methode wird auch bei Tumoren anderer Organe erprobt. Es konnten in ersten Studien für Basalzellkarzinome Sensitivitätswerte von 98 % bei einer Spezifität von 89 % erreicht werden (Karen et al. 2009). In einer weiteren Studie war die Sensitivität aber deutlich geringer. Die Untersuchungszeit des Operationspräparates mittels RCM betrug unter 7,5 min (Ziefle et al. 2010).

Normale Haut

Das Stratum corneum wird in der RCM als stark reflektierende und somit helle Schicht dargestellt. Die kernlosen Korneozyten bilden eine mehr oder weniger einheitlich reflektierende Schicht, die von den normalen Furchen der Felderhaut durchzogen wird. Da die Furchen luftgefüllt sind, erscheinen sie in der RCM als dunkle Linien. Ebenso werden Falten und kleine Hautunebenheiten schwarz dargestellt. Das hochrefraktile Stratum corneum wird von den dunklen Hautlinien durchzogen. (Abb. 1a). Die abgrenzbaren Korneozyten haben eine Größe von 20–30 μm.
Beim schrittweise Scannen in die Tiefe erreicht man das aus 2–4 Zelllagen bestehende Stratum granulosum. Hier erscheinen die Zellen im RCM mit 20–25 μm deutlich kleiner und weisen einen Kern auf. Die Zellkerne sind dunkle ovale Strukturen inmitten eines schmalen hellen Ringes, der dem Zytoplasma entspricht.
Als nächste Schicht der Epidermis ist deutlich das Stratum spinosum zu erkennen. Die zirka 15–20 μm großen Zellen bilden mit ihren hellen Zellgrenzen das für die RCM typische regelmäßige honigwabenartige Muster (Abb. 1b).
In stärker pigmentierter Haut ist darunter oft ein pflastersteinartiges Muster zu finden. Dieses wird von den dichtstehenden basalen pigmentierten Keratinozyten der Papillenspitzen gebildet. Diese kleinen polygonalen Zellen sind durch dunkle Linien getrennt. In der Basalzellschicht beträgt die Zellgröße 10–20 μm. Tiefergehend sind die Zellen aufgrund der horizontalen Betrachtungsweise der Haut in gleichmäßigen Ringen um die dunklen dermalen Papillen angeordnet (Abb. 1c). Die Helligkeit der Zellen hängt vom Melaningehalt der basalen Keratinozyten und somit vom Hauttyp und Bräunungsgrad der Haut ab. Dendritische Zellen, seien es nun Melanozyten oder Langerhanszellen, sind im Normalfall nicht sichtbar. Diese sind nur im aktivierten Zustand als refraktile Zellen mit Zellausläufern zu sehen.
Im dunklen Feld der Papillen ist meist das zentrale Gefäß gut zu erkennen, darin kann man auch im „live Modus“ den Blutfluss der hellen Blutzellen gut darstellen.
Scannt man wiederum tiefer erreicht man die Dermis, wo das Kollagen als mittelstark reflektierende Strukturen in einem retikulären Muster zur Darstellung kommt (Abb. 1d). Auch die dermalen Gefäße sind als dunkle runde Strukturen zu erkennen. Bei einer Eindringtiefe von zirka 250 μm sind kaum mehr Strukturen zu unterscheiden und das Bild wird unscharf (Tab. 1).
Tab. 1
RCM-Merkmale der normalen Haut
RCM-Merkmal
Definition
Oberflächliche Epidermis (Stratum spinosum, Stratum granulosum)
Honigwabenartiges Muster
Regelmäßige polygonales Muster, das durch die refraktilen Zellgrenzen und die interzellular Substanz einerseits und den dunklen Zellkernen der Keratinozyten anderseits, gebildet wird
Pflastersteinartiges Muster
Normales Muster in pigmentierter Haut, das durch pigmentierte basale Keratinozyten ohne sichtbaren Kern gebildet wird. Die refraktilen Zellen stehen dicht und sind durch dunkle polygonale Linien getrennt.
Dermo-epidermale Junktionszone
Gut begrenzte Papillen
(edged papillae)
Deutliche Begrenzung der dermalen Papillen durch einen Ring aus refraktilen (hellen) Zellen, die pigmentierten Keratinozyten entsprechen
Oberflächliche Dermis
Kollagen
Feine fibrilläre Strukturen, in Netz-artigen oder in dickeren Bündeln angeordnet
Haare, Haarfollikel, Talgdrüsen und Ausführungsgänge ekkriner Schweißdrüsen sind in der RCM deutlich zu sehen, wobei besonders die Haare als hochreflektierende Strukturen auffallen. Da die Epidermis an den Fußsohlen und Handflächen deutlich dicker ist, sind diese Lokalisationen weniger für den Einsatz des RCM geeignet. Nägel können aus demselben Grund nur eingeschränkt beurteilt werden (Huzaira et al. 2001, Calzavara-Pinton et al. 2008).

Melanozytäre Läsionen

Eine der Hauptindikationen der RCM ist die Beurteilung von melanozytären Läsionen. Die Wellenlänge des in der RCM verwendeten Lasers mit 830 nm wurde gezielt ausgewählt, weil Melanin dieses Licht besonders stark reflektiert. Bei der Beurteilung unterscheidet man architektonische von zellulären Kriterien (Tab. 2; Braga et al. 2013, Gill et al. 2014).
Tab. 2
Melanozytäre Tumore: RCM-Merkmale und Definition
RCM-Merkmal
Definition
Wertigkeit
Epidermis
Irreguläres honigwabenartiges oder pflastersteinartiges Muster
Fokale oder diffuse Variabilität der Keratinozyten des Stratum granulosum und spinosum in Größe, Form und Helligkeit
Melanom > Naevus
Pagetoide Aussaat von Zellen
Helle große runde oder dentritische Zellen mit deutlichem dunklen Zellkern in den oberen Schichten der Epidermis
Melanom > Naevus
Dermo-epidermale Junktionszone (DEJ)
Gut begrenzte Papillen
(edged papillae)
Durch einen Ring von hellen Zellen (Melanozyten und pigmentierte Keratinozyten) gut abgrenzbare dermale Papillen
Naevus > Melanom
Schlecht begrenzte Papillen
(non-edged papillae)
Die dermalen Papillen sind nicht von einem hellen Ring aus Zellen begrenzt
Melanom > Naevus
Kompakte Zellnester
Verschieden helle, kompakte, runde oder ovale Zellaggregate, in denen oft die einzelnen Zellen nicht abgrenzbar sind.
Junctional – Die Nester sind mit der Basalzellschicht verbunden und in die dermale Papillen hineinragend.
Dermal – die Nester liegen in der Dermis und zeigen keine Verbindung zur Epidermis.
Naevus > Melanom
Sheet-artig angeordnete Zellen
Dichte Zellzüge aus runden oder dentritischen Zellen, die an der DEJ zu einem Verlust der dermalen Papillen führen.
Melanom > Naevus
Dermis
Aufgelockerte Zellnester
Ansammlungen von Melanozyten unterschiedlicher Helligkeit in losen Zellnestern; die Zellen in der Peripherie zeigen meistens deutliche Zellkerne.
Melanom > Naevus
Cerebriforme Zellnester
Aus dunklen Zellen bestehende konfluierende Zellnester, die durch eine dunkle Begrenzung zur Dermis ein cerebriformes Aussehen erhalten.

Melanozytäre Naevi

Naevi zeichnen sich in den Übersichtsaufnahmen durch eine symmetrische Gestalt und einen homogenen Aufbau aus. Die Zellen zeigen eine monomorphe runde oder ovale Form. Die Helligkeit der einzelnen Zellen variiert kaum. Man kann wie in der Auflichtmikroskopie und konventionellen Histologie verschiedene Arten von melanozytären Naevi unterscheiden (Ahlgrimm-Siess et al. 2008). In junktionalen Naevi sind die hellen runden Melanozyten einzeln und in kleinen Nestern an der Junktionszone verteilt. Im RCM-Bild ergibt das eine deutliche Begrenzung der dunklen Papillen („edged papillae“) mit hellen monomorphen Zellen. Dieser Ring besteht sowohl aus Melanozyten als auch aus stark pigmentierten Keratinozyten der Basalzone. In Übersichtsaufnahmen ergeben diese stark pigmentierten „edged papillae“ ein regelmäßiges ringförmiges Muster. Oft finden sich auch an der Junktionszone kleine Nester, die sich in die interpapillären Räume vorstülpen. In compound Naevi oder dermalen Naevi sind dichte, kompakte Zellnester zu sehen. Diese Nester zeigen gleiche oder unterschiedliche Helligkeit; einzelne Melanoyzten sind meist nicht klar abgrenzbar. Die Zellnester finden sich in der Junktionszone und/oder Dermis (Abb. 2).
Clark Naevi („Dysplastischer Naevus“) zeigen im RCM in der Junktionszone oft längliche Zellnester, die die interpapillären Räume vergrößern. Dadurch ergibt sich eine unregelmäßige Anordnung der Papillen. Histologisch korrelieren sie mit konfluierenden junktionalen Nestern. In Spitz Naevi oder atypischen Naevi finden sich auch im RCM oft Melanomkriterien (große Melanozyten in suprabasalen Zelllagen, einzelne große Melanozyten an der Basalzone, nicht gut abgrenzbare Papillen). In solchen Fällen sollte eine Exzision durchgeführt werden und die Diagnose in der konventionellen Histologie gestellt werden (Pellacani et al 2008).

Melanom

Bei Melanomen zeigt bereits die Epidermis ein unregelmäßiges Muster. Das regelmäßige Bienenwaben-artige Muster fehlt fokal oder über der ganzen Läsion, da die epidermalen Schichten aufgehoben sind („disarranged honeycomb pattern“). Man sieht in oberen Epidermislagen große kernhaltige Zellen mit teilweise langen Dendriten (sog. pagetoide Zellen), die einzelnen Melanomzellen entsprechen. In der Junktionszone sind für das Melanom charakteristisch ein unregelmäßiges Maschenwerk aus schlecht abgrenzbaren Papillen und atypische kernhaltige Zellen (Gerger et al. 2005, Pellacani et al 2007). Hier finden sich meist auch verschieden große unregelmäßige Zellnester, die in dickeren Melanomen auch in der Dermis dargestellt werden können (Abb. 3 ). Besonders in knotigen Melanomen sind die unregelmäßigen dermalen Nester oft das einzige Melanomkriterium in der RCM. Die vertikale Tumordicke kann jedoch nicht mit Genauigkeit bestimmt werden.
Beim in-situ-Melanom auf lichtgeschädigter Haut („Lentigo maligna“) ist das wichtigste Kriterium das Vorhandensein von atypischen Melanozyten, betont um die Follikelöffnungen und Adnexstrukturen (Ahlgrimm-Siess et al. 2009). Oft sind durch die horizontale Sichtweise des RCM diese Melanomzellen mit ihren meist langen Dendriten eindeutiger zu erkennen als in im vertikalen Schnitt der konventionellen Histologie. Daher kann die RCM-Untersuchung auch ein wichtiges Hilfsmittel bei der Wahl des Exzionsabstandes sein.

Epidermale Tumoren

Die Abgrenzung und Diagnose von epithelialen Hauttumoren auf sonnengeschädigter Haut ist klinisch und auflichtmikroskopisch oft schwierig. Die RCM kann hier oft eine wichtige zusätzliche Diagnosemöglichkeit bieten. Darüber hinaus hat sich die RCM auch in der Verlaufskontrolle von topischen nicht invasiven Behandlungsmethoden bewährt (Ulrich et al. 2010).

Lentigo solaris

Die RCM differenziert gut die Lentigo solaris von pigmentierten aktinische Keratosen und Melanomen. Das regelmäßige Honigwaben-artige Muster ist charakteristischerweise erhalten. An der dermo-epidermalen Junktionszone fallen dicht gepackte polymorphe Papillen auf. Die Keratinozyten der Junktionszone sind meistens hell reflektierend und die Papillen daher gut abgegrenzt. Die typischen sog. cord-like rete ridges werden von verzweigten tubulären Strukturen und knolligen Vorwölbungen („bulbous projections“) gebildet. Histologisch entsprechen die „cord-like rete ridges“ den verlängerten Reteleisten (Ahlgrimm-Siess et al. 2013).

Verruca seborrhoica

Typischerweise ist auch bei Verrucae seborrhoicae, wenn es sich nicht um eine hyerkeratotische Form handelt, ein regelmäßiges Honigwaben-artiges Muster zu erkennen. Besonders in entzündlichen Formen der Verruca seborrhhoica kann das Honigwaben-artige Muster verbreitet sein. Helle hochrefraktile Areale bilden epidermale Unebenheiten und Keratin gefüllte Einstülpung ab. Ebenso sind scharf begrenzte Pseudohornzysten ein weiteres typisches Merkmal (Abb. 4). An der Junktionszone sind wiederum die polymorphen eng gedrängten Papillen charakteristisch. Cord-like rete ridges sind in ungefähr einem Drittel der Verrucae seborrhoicae zu finden (Ahlgrimm-Siess et al. 2013).

Basalzellkarzinom

Tumorzellnester sind das Hauptmerkmal der Basalzellkarzinome in der RCM. Diese Nester unterscheiden sich in Größe und Helligkeit. Charakteristisch ist ein dunkler Spalt, der die Nester von der umgebenden Dermis abgrenzt. Histologisch entspricht dieser dunkle Spalt Muzinablagerungen um die Tumorzellen (Abb. 5). Je nach Pigmentierung sind die Tumorzellnester heller oder dunkler. Histologisch entsprechen sie den basaloiden Zellkomplexen und häufig ist auch im RCM eine Palisaden-artige Anordnung der begrenzenden Zellreihe zu erkennen. Die Keratinozyten über dem Tumor erscheinen oft länglich und in Zellzügen angeordnet.
In der Dermis sind meistens Kollagenbündel zwischen den Tumorzellnestern vorhanden. Typisch sind auch die linearen und verzweigten Gefäße mit dilatierten Lumina, in denen man die Blutzellen eindrucksvoll fließen sehen kann (Gonzáles und Tannous 2002). Häufig ist ein Entzündungsinfiltrat anhand kleinerer und größerer stark refraktiler Zellen nachweisbar (Guitera et al 2012).

Aktinische Keratose und Plattenepithelkarzinom

In aktinischen Keratosen ist die Hornschicht unregelmäßig reflektierend und verdickt. Durch die Hyperkeratose ist die Untersuchung der tieferliegenden Strukturen erschwert. Man findet im Stratum corneum gelegentlich dunkle Zellkerne, was durch die Parakeratose erklärbar ist. Im Stratum granulosum und Stratum spinosum ist das normale Honigwaben-artige Muster und die normale Schichtung aufgelöst und die Keratinozyten zeigen eine große Variationsbreite in Größe, Form und Helligkeit. Oft sind in diesen Zellen auch noch dunkle, verschiedengroße Zellkerne zu erkennen. Insgesamt bestimmt ein irreguläres, atypisches Honigwaben-artiges Muster das Bild der RCM. In der Dermis fallen verdickte Kollagenbündel auf, was der solaren Elastose entspricht. Entzündungszellen in der Dermis werden als kleine hochrefraktäre Punkte abgebildet (Ulrich et al. 2007, Horn et al. 2008; Tab. 3).
Tab. 3
Epitheliale Tumore: RCM-Merkmale und Definition
RCM-Merkmal
Definition
Basalzellkarzinom
Strömungsartige Anordnung der Keratinozyten der Epidermis über dem Tumor („Streaming“)
Die basalen Keratinozyten und die Keratinozyten im Str. spinosum sind in die Länge gezogen und nach einer Achse ausgerichtet (vermitteln den Eindruck in einer Strömung zu fließen)
Tumorzellinseln
Runde oder ovale aus mehreren Tumorzellen bestehende Nester, die dunkler oder heller als die umgebenden (Tumor?-)Zellen sind und von einem dunklen Spalt umgeben sind
Lineare Gefäße
Dilatierte und verzweigte Gefäße in der Dermis, die parallel zu Hautoberfläche verlaufen
Aktinische Keratose und Plattenepithelkarzinom
Irreguläres Honigwaben-artiges Muster
Die Keratinozyten des Stratum granulosum und spinosum variieren in Größe, Form und Helligkeit
Aufgelöste epidermale Schichtung
Fokaler Verlust der normalen Schichtung der Epidermis, Para- und Hyperkeratosen
Runde Gefäße
Ausgeweitete Gefäße, die im senkrecht zu Hautoberfläche verlaufen
In oberflächlichen Plattenepithelkarzinomen sind die oben beschriebenen Veränderungen in der Regel stärker ausgeprägt und über die gesamte Läsion vorhanden. Eine sichere Unterscheidung zwischen einer aktinischen Keratose und einem invasiven Plattenepithelkarzinom ist derzeit aber nicht möglich. Gut kann man diese Tumoren jedoch vom Basalzellkarzinom, einer Lentigo solaris, einer flachen Verruca seborrhoica oder einer Lichen-planus-artigen Keratose abgrenzen (Eichert et al. 2010).

Entzündliche Dermatosen

Entzündungszellen sind in der RCM als kleine runde oder ovale sehr helle Zellen zu erkennen. Die Größe beträgt 8–10 μm. Melanophagen sind größer und zeigen oft eine plumpe angedeutet dreieckige Form. Langerhanszellen sind im RCM nur im aktivierten Zustand als große dentritische Zellen sichtbar. Eine Unterscheidung von Melanozyten ist im RCM nicht möglich. Ebenso wenig gelingt eine Differenzierung der unterschiedlichen Entzündungszellen. Auch stellt die geringe Eindringtiefe des RCM einen limitierenden Faktor für die Untersuchung entzündlicher Erkrankungen dar.
Besonders ausführlich sind die RCM-Kriterien für das akute Kontaktekzem und die Psoriasis definiert. Typisch für das Kontaktekzem sind kleine Vesikel in der Epidermis, die als dunkle Bereiche dargestellt werden. Oft sind auch intraepidermale Entzündungszellen sichtbar.
Typische Veränderungen der Psoriasis sind Parakeratose, verlängerte und vermehrte Papillen mit prominenten Gefäßen und Entzündungszellen in allen Epidermislagen mit gelegentlicher Ausbildung von Mikroabszessen. Bei Erkrankungen mit einer Interface-Dermatitis, wie zum Beispiel beim kutanen Lupus erythematodes sind schlecht abgrenzbare Papillen (non-edged papillae) und Entzündungszellen in Bereich der Junktionszone charakteristisch. Meistens ist auch die reguläre Schichtung der Epidermis aufgelöst (Gonzáles 1999, Gonzáles et al. 1999, Astner et al. 2005, Koller et al. 2009. Ardigo et al. 2007).

Ausblick

In den letzten Jahren gab es eine rasante technische Weiterentwicklung der in vivo RCM und es werden diagnostische Kriterien von immer mehr dermatologischen Erkrankungen definiert. Damit wäre die RCM auch gut für Verlaufskontrollen bei medikamentösen Behandlungen von tumorösen und entzündlichen Erkrankungen einsetzbar.
Es ist anzunehmen, dass die Geräte in Zukunft eine größere Eindringtiefe erreichen werden. Die Darstellung in vertikaler Schnittführung ist geplant und die Geräte sollten auch noch handlicher werden. Derzeit wird intensiv an einer automatisierten Auswertung von RCM-Bildern sowie an teledermatologischen Anwendungen gearbeitet. Weiterführende Studien werden zeigen, ob durch die verbesserten Fluoreszenzfärbemethoden die ex vivo Untersuchung mit RCM eine sichere Alternative zur Kryo-Schnellschnittdiagnostik darstellt (Koller et al. 2011, Longo et al. 2013, Rao et al. 2013).
Literatur
Ahlgrimm-Siess V, Massone C, Koller S, Fink-Puches R, Richtig E, Wolf I, Gerger A, Hofmann-Wellenhof R (2008) In vivo confocal scanning laser microscopy of common naevi with globular, homogeneous and reticular pattern in dermoscopy. Br J Dermatol 158(5):1000–1007CrossRefPubMed
Ahlgrimm-Siess V, Massone C, Scope A et al (2009) Reflectance confocal microscopy of facial lentigo maligna and lentigo maligna melanoma: a preliminary study. Br J Dermatol 161(6):1307–1316CrossRefPubMed
Ahlgrimm-Siess V, Cao T, Oliviero M et al (2013) Seborrheic keratosis: reflectance confocal microscopy features and correlation with dermoscopy. J Am Acad Dermatol 69:120–126CrossRefPubMed
Ardigo M, Maliszewski I, Cota C, Scope A, Sacerdoti G, Gonzalez S, Berardesca E (2007) Preliminary evaluation of in vivo reflectance confocal microscopy features of discoid lupus erythematosus. Br J Dermatol 156(6):1196–1203CrossRefPubMed
Astner S, Gonzalez E, Cheung AC, Rius-Diaz F, González S (2005) Pilot study on the sensitivity and specificity of in-vivo reflectance confocal microscopy in the diagnosis of allergic contact dermatitis. J Am Acad Dermatol 53(6):986–992CrossRefPubMed
Braga JC, Macedo MP, Pinto C, Duprat J, Begnami MD, Pellacani G, Rezze GG (2013) Learning reflectance confocal microscopy of melanocytic skin lesions through histopathologic transversal sections. PLoS One 8(12), e81205. doi:10.​1371/​journal.​pone.​0081205 PubMedCentralCrossRefPubMed
Calzavara-Pinton P, Longo C, Venturini M, Sala R, Pellacani G (2008) Reflectance confocal microscopy for in vivo skin imaging. Photochem Photobiol 84(6):1421–1430CrossRefPubMed
Eichert S, Möhrle M, Breuninger H, Röcken M, Garbe C, Bauer J (2010) Diagnosis of cutaneous tumors with in vivo confocal laser scanning microscopy. J Dtsch Dermatol Ges 8(6):400–410PubMed
Gerger A et al (2005) Diagnostic applicability of in vivo confocal laser scanning microscopy in melanocytic skin tumors. J Invest Dermatol 124(3):493–498CrossRefPubMed
Gill M, Longo C, Farnetani F, Cesinaro AM, González S, Pellacani G (2014) Non-invasive in vivo dermatopathology: identification of reflectance confocal microscopic correlates to specific histological features seen in melanocytic neoplasms. J Eur Acad Dermatol Venereol 28(8):1069–1078
González S (1999) Characterization of psoriasis in vivo by confocal reflectance microscopy. J Med 30(5–6):337–356PubMed
González S, Tannous Z (2002) Real-time, in vivo confocal reflectance microscopy of basal cell carcinoma. J Am Acad Dermatol 47(6):869–874CrossRefPubMed
González S, González E, White WM, Rajadhyaksha M, Anderson RR (1999) Allergic contact dermatitis: correlation of in vivo confocal imaging to routine histology. J Am Acad Dermatol 40:708–713CrossRefPubMed
Guitera P, Menzies SW, Longo C, Cesinaro AM, Scolyer RA, Pellacani G (2012) In vivo confocal microscopy for diagnosis of melanoma and basal cell carcinoma using a two-step method: analysis of 710 consecutive clinically equivocal cases. J Invest Dermatol 132(10):2386–2394CrossRefPubMed
Hofmann-Wellenhof R, Wurm EM, Ahlgrimm-Siess V, Richtig E, Koller S, Smolle J, Gerger A (2009) Reflectance confocal microscopy–state-of-art and research overview. Semin Cutan Med Surg 28(3):172–179CrossRefPubMed
Hofmann-Wellenhof R et al (Hrsg) (2012) Reflectance confocal microscopy for skin diseases. Springer, Berlin/Heidelberg
Horn M, Gerger A, Ahlgrimm-Siess V, Weger W, Koller S, Kerl H, Samonigg H, Smolle J, Hofmann-Wellenhof R (2008) Discrimination of actinic keratoses from normal skin with reflectance mode confocal microscopy. Dermatol Surg 34(5):620–625PubMed
Huzaira M, Rius F, Rajadhyaksha M, Anderson RR, González S (2001) Topographic variations in normal skin, as viewed by in vivo reflectance confocal microscopy. J Invest Dermatol 116(6):846–852CrossRefPubMed
Karen JK et al (2009) Detection of basal cell carcinomas in Mohs excisions with fluorescence confocal mosaicing microscopy. Br J Dermatol 160:1242–1250PubMedCentralCrossRefPubMed
Koller S, Gerger A, Ahlgrimm-Siess V, Weger W, Smolle J, Hofmann-Wellenhof R (2009) In vivo reflectance confocal microscopy of erythrosquamous skin diseases. Exp Dermatol 18(6):536–540CrossRefPubMed
Koller S, Wiltgen M, Ahlgrimm-Siess V, Weger W, Hofmann-Wellenhof R, Richtig E, Smolle J, Gerger A (2011) In vivo reflectance confocal microscopy: automated diagnostic image analysis of melanocytic skin tumours. J Eur Acad Dermatol Venereol 25(5):554–558CrossRefPubMed
Longo C, Farnetani F, Ciardo S, Cesinaro AM, Moscarella E, Ponti G, Zalaudek I, Argenziano G, Pellacani G (2013) Is confocal microscopy a valuable tool in diagnosing nodular lesions? A study of 140 cases. Br J Dermatol 169(1):58–67CrossRefPubMed
Pellacani G, Guitera P, Longo C et al (2007) The impact of in vivo reflectance confocal microscope for imaging human tissue microscopy for the diagnostic accuracy of melanoma and equivocal melanocytic lesions. J Invest Dermatol 127(12):2759–2765PubMed
Pellacani G, Longo C, Malvehy J, Puig S, Carrera C, Segura S, Bassoli S, Seidenari S (2008) In vivo confocal microscopic and histopathologic correlations of dermoscopic features in 202 melanocytic lesions. Arch Dermatol 144(12):1597–1608CrossRefPubMed
Rajadhyaksha M et al (1999) In vivo confocal scanning laser microscopy of human skin II: advances in instrumentation and comparison with histology. J Invest Dermatol 113:293–303CrossRefPubMed
Rao BK, Mateus R, Wassef C, Pellacani G (2013) In vivo confocal microscopy in clinical practice: comparison of bedside diagnostic accuracy of a trained physician and distant diagnosis of an expert reader. J Am Acad Dermatol 69(6):e295–e300CrossRefPubMed
Ulrich M, Maltusch A, Röwert J, González S, Sterry W, Stockfleth E, Astner S (2007) Actinic keratoses: non- invasive diagnosis for field cancerisation. Br J Dermatol 156(3):13–17CrossRefPubMed
Ulrich M, Krueger-Corcoran D, Roewert-Huber J, Sterry W, Stockfleth E, Astner S (2010) Reflectance confocal microscopy for noninvasive monitoring of therapy and detection of subclinical actinic keratoses. Dermatology 220(1):15–24CrossRefPubMed
Welzel J et al (2011) 013/076 Klasse: S1 Leitlinie der Deutschen Gesellschaft für Dermatologie: Konfokale Lasermikroskopie in der Dermatologie. http://​www.​awmf.​org/​uploads/​tx_​szleitlinien/​013-076l_​S1_​Konfokale_​Lasermikroskopie​_​2011-07_​01.​pdf. Zugegriffen am 17.09.2015
Ziefle S et al (2010) Confocal laser scanning microscopy vs 3-dimensional histologic imaging in basal cell carcinoma. Arch Dermatol 146(8):843–847CrossRefPubMed