Chimäre Antigenrezeptoren (CARs) in der Onkologie: eine Übersicht zu klinischer Anwendung und neuen Entwicklungen

CRS ist ein Sammelbegriff für ein Spektrum klinischer Symptome und Laborbefunde, die bei mit CAR-T-Zellen behandelten Patienten auftreten. Dazu gehören Fieber, niedriger Blutdruck, Hypoxie und neurologische Auffälligkeiten sowie deutlich erhöhte Level von Zytokinen im Serum. Wenngleich CRS verschiedener Schweregrade nicht nur bei Anti-CD19-CAR-Therapie auftritt, sondern auch im Kontext anderer Zielantigene beschrieben wurde, treten die meisten Fälle schweren Zytokinfreisetzungssyndroms bei der Behandlung hämatologischer Krankheitsbilder mit Anti-CD19-CARs auf [14, 33]. CRS tritt bei mehr als der Hälfte der mit Tisagenlecleucel oder Axicabtagene ciloleucel behandelten Patienten auf. Jedoch ist dabei die Inzidenz schwerer, medikamentöse Intervention erfordernder Fälle von CRS vom Produkt und der Indikation abhängig. So reichte die Frequenz schwerer Fälle in den relevanten Zulassungsstudien von 12 % für Axicabtagene ciloleucel über 22 % für Tisagenlecleucel bei Lymphomen bis zu 44 % für Tisagenlecleucel bei Leukämien [19, 20, 34].

Zusätzlich ist bei der CAR-T-Behandlung von hämatologischen Krankheitsbildern Neurotoxizität beschrieben worden, die für wenige Patienten tödlich war [4, 14]. Zur Milderung schwerer Nebenwirkungen der CAR-T-Therapie werden Patienten mit Corticosteroiden, allein oder in Kombination mit dem antagonistischen Anti-IL6R-Antikörper Tocilizumab, behandelt. Während inzwischen genaue Protokolle für das Management sowohl von CRS als auch (der schlechter handhabbaren) Neurotoxizität existieren [34, 35], ist das molekulare Verständnis der Phänomene noch unzureichend, um für alle Fälle hocheffektive Interventionen zu definieren, die das therapeutische Potenzial der CAR-T-Zellen (im Gegensatz zu Corticosteroidbehandlung) erhalten.

Zur präklinischen Untersuchung von CRS und Neurotoxizität werden häufig Mausmodelle eingesetzt. Weil es gilt, die Wirkung menschlicher CAR-Zellpräparate zu evaluieren, werden dafür komplexe, sogenannte humanisierte Mausmodelle verwendet. Aufgrund der hohen molekularen Spezifität von CAR-Zellen muss ein dem menschlichen möglichst ähnlicher immunologischer Kontext geschaffen werden. Hierbei gilt es nicht nur, Zielzellen mit dem Zielantigen bereitzustellen, sondern auch, Reaktionen des murinen Immunsystems auf menschliche Zellen und – wichtiger – der implantierten menschlichen Immunzellen auf das murine Wirtsgewebe (Transplantat-gegen-Wirt-Reaktion, engl. Graft versus Host Disease, GvHD) zu verhindern bzw. hinauszuzögern, um die Aussagekraft des Modellsystems zu gewährleisten. Wie in Abb. 4 veranschaulicht, werden dazu menschliche Blutstammzellen in durch genetische Manipulation immundefizient gemachte Mäuse transplantiert. In so humanisierten Mäusen können dann die Interaktionen zwischen menschlichen CAR-Zellen und Tumorzellen sowie zwischen CAR-Zellen und anderen Immunzellen charakterisiert werden, um die dem CRS und der Neurotoxizität zugrunde liegenden Mechanismen zu erschließen. So konnten Experimente in mit adulten Blutstammzellen humanisierten NSG-Mäusen die Antitumoreffekte, das CRS und die Neurotoxizität von Anti-CD19-CAR-T-Zellen rekapitulieren. Interessanterweise konnte dabei Monozyten eine wichtige Rolle zugeschrieben werden und neben Interleukin‑6 (IL-6) konnte IL‑1 als Ursache für CRS und Neurotoxizität identifiziert werden [6]. Komplementär dazu sind Ergebnisse aus einem Modell auf Basis immundefizienter Mäuse ohne separate menschliche Immunrekonstitution, die den Ausstoß von IL‑6, IL‑1 und Stickoxid (NO) durch Makrophagen als kritische Regulatoren des CRS identifizierten [5].

Humanisierte Modelle sind hilfreich zur direkten Evaluierung von für die Behandlung von Menschen gemachten Zellpräparaten. Ihre komplexe Herstellung macht sie allerdings fragil in der Handhabung und teuer in der Herstellung. Zudem kann durch die hybride Natur der humanisierten Immunsysteme nicht sichergestellt werden, dass die scheinbar wichtigen Schnittstellen zwischen den myeloiden und lymphoiden Komponenten des Immunsystems korrekt abgebildet sind. Ein weiterer Ansatz, der auch bei der präklinischen Evaluation von Axicabtagene ciloleucel verfolgt wurde [36], ist, ein zum menschlichen System analoges, komplett murines System zu verwenden. Dabei werden murine Antigene erkennende CARs auf murinen Zellen zur Bekämpfung von Tumorzellen murinen Ursprungs eingesetzt. Eine Angleichung an die klinische Situation kann etwa durch Bestrahlung der Mäuse oder Vorbehandlung mit Chemotherapeutika erfolgen. Letztere Strategie wurde verwendet, um den Einfluss von Katecholaminsignaling auf CRS in einem syngenen Mausmodell zu untersuchen [8].

Die der Neurotoxizität zugrunde liegenden Mechanismen sind unzureichend verstanden. Allerdings demonstrierte eine klinische Studie vor Kurzem, dass die Verwendung eines CAR mit ausschließlich menschlichen Sequenzen (im Gegensatz z. B. zu den in Axicabtagene ciloleucel und Tisagenlecleucel verwendeten, von der Maus abgeleiteten Antigenbindedomänen) in wesentlich geringeren Raten in Neurotoxizität resultierte [37]. Eine weitere Möglichkeit, adverse Effekte zu umgehen oder zu mindern, könnte in der Verwendung von CAR-NK-Zellen bestehen. Es ist – vermutlich wegen ihrer von T‑Zellen abweichenden Aktivierungsmechanismen – möglich, allogene NK-Zellen sicher adoptiv zu transferieren [16]. Eine neue klinische Phase-1/2-Studie zum Einsatz von Anti-CD19-CAR-NK-Zellen bei B‑Zelltumoren fand keine Belege für CRS, Neurotoxizität oder GvHD bei der Transplantation partiell MHC-inkongruenter und/oder killer-immunoglobulin-like-receptor-(KIR-)inkompatibler allogener CAR-NK-Zellen [38]. Zur eindeutigeren Beurteilung der Antitumoraktivität von CAR-NK-Zellen bedarf es allerdings weiterer Studien.

Eine zweite wesentliche Hürde für die breite klinische Anwendung von CAR-Zellen stellt die logistisch sehr aufwendige, wenig standardisierte, fehleranfällige und teure Herstellung dar. Aktuell werden CAR-T-Zellprodukte autolog, d. h. aus der Leukapherese von Patienten hergestellt. Dies verlangt nach gut an die jeweiligen Behandlungszentren angeschlossener Good-Manufacturing-Practice-(GMP-)Infrastruktur mit Kapazitäten für individualisierte Bioprozesstechnik. Wohl auch als Folge von Faktoren wie der logistischen und technischen Schwierigkeit der Herstellung des Zellprodukts sind die Kosten für eine Behandlung mit kommerziellen CAR-T-Produkten prohibitiv hoch: Gemäß den Beschlüssen des Gemeinsamen Bundesauschusses zu Tisagenlecleucel und Axicabtagene ciloleucel liegen die Jahrestherapiekosten pro Patient bei ca. 320.000 € bzw. ca. 390.000 € [39, 40]. Abhängig vom Therapiezentrum können sich die Jahrestherapiekosten basierend auf der krankenhausindividuellen Vereinbarung der Vergütung von neuen Untersuchungs- und Behandlungsmethoden (NUB) jedoch auch unter 300.000 € belaufen [41]. Durch einen Mangel an Standardisierung existiert eine erhebliche Heterogenität unter den Verfahren, die weltweit zur Produktion autologer CAR-T-Produkte eingesetzt werden.

Gemeinsam ist den Verfahren hohe Variabilität innerhalb des Prozesses, zum Beispiel betreffend Zellzahlen, Zellwachstum und Transduktionseffizienz. Die „offene“ Manipulation der Zellen im Verlauf des Prozesses macht diesen anfällig für Kontamination und andere Handhabungsfehler. Für viele Schritte, zum Beispiel die Zellisolierung, die Aktivierung der Zellen oder die Transduktion, ist unklar, welche Technik optimale Ergebnisse erzielt [17, 18]. Ein wichtiger Schritt hin zu einer konsistenteren (und damit kosteneffektiveren) Herstellung von CAR-T-Zellen könnte die Automatisierung des Herstellungsprozesses sein. Mit ihr könnten die mit manuellen Arbeitsschritten verbundenen Risiken und Variationen eliminiert werden. Während automatisierte Zellkulturplattformen der ersten Generation – zur Minimierung der von manuellen Schritten ausgehenden Prozessvariabilität – einzelne Abschnitte eines Bioprozesses automatisieren, können automatisierte Zellkulturplattformen der zweiten Generation als Zusammenfassung eines ganzen personalisierten Bioprozesses in einem Gerät verstanden werden, die vollautomatische Produktion z. B. eines CAR-T-Zellprodukts ermöglichen [42].

Die durchschnittliche Herstellungsdauer von autologen CAR-T-Zellprodukten beträgt 12 Tage (7–22 Tage; [17]). Bei aggressiven Krankheitsbildern wäre allerdings die schnellstmögliche Behandlung im Sinne des Patienten, auch weil größere Tumorlast im Knochenmark mit schwererem CRS assoziiert wurde [34]. Zudem können der schlechte Zustand des Patienten zum Zeitpunkt der Spende und der damit assoziierte suboptimale Zustand der Leukapherese hinsichtlich Viabilität und Zellzahlen die Produktion des CAR-T-Zellprodukts erheblich erschweren. Zusätzlich besteht bei Zellspenden aus leukämischen Patienten das Risiko der Transduktion und Reinfusion leukämischer Blasten. Ein solcher Fall von CAR-Blasten mit tödlichem Ausgang ist aus einer Phase-1-Studie zu Tisagenlecleucel bekannt [43]. Die Verwendung allogener, d. h. von gesunden Spendern abgeleiteter CAR-T-Zellen könnte diese Probleme umgehen helfen. Allogene CAR-T-Zellen würden auf Basis „fitterer“ Zellen produziert und wären damit konsistenter und einfacher herzustellen. Sie würden sich im Vornherein herstellen lassen und wären zum klinisch sinnvollsten Zeitpunkt einsetzbar, wenn nötig mit minimaler Verzögerung zwischen Behandlungsentscheidung und Behandlung.

Ähnlich wie bei der Spende von Blutstammzellen [44] gilt es allerdings, das Risiko durch Implantation fremder Immunzellen ausgelöster Komplikationen einzuschätzen. Zu diesen zählen GvHD und durch den Wirt vermittelte Abstoßung der transplantierten Zellen (engl. Host-mediated Rejection). Strategien zur Kontrolle dieser Effekte beinhalten die genetische Ablation der Expression von T‑Zellrezeptoren (TCRs) und MHC-Molekülen auf Spenderzellen. Des Weiteren können Spenderzellen (z. B. durch die Entfernung von CD52) so modifiziert werden, dass sie – im Gegensatz zu Wirtsimmunzellen – resistent gegenüber Lymphodepletion sind. Entsprechende klinische Studien laufen [45].

Ebenfalls könnten nichtvirale Transferstrategien dazu beitragen, die Produktion von CAR-Zellen ex vivo zu verbessern. CAR-Transgene können z. B. als Plasmide mittels Elektroporation in die Immunzelle eingebracht und mittels Transposasen in deren Genom integriert werden oder in Form von synthetischer mRNA transferiert werden, die eine zeitlich begrenzte CAR-Expression ermöglicht. Vorteile gegenüber viralem Transfer sind dabei niedrigere Kosten und ein geringeres Risiko von insertioneller Onkogenese [18]. Gegenstand aktueller Forschung ist ebenfalls die Verwendung von sogenannten Genscheren wie der CRISPR/Cas9-Technologie, um eine präzise Veränderung des Immunzellgenoms zu erreichen, z. B. die gezielte Insertion des CAR-Gens in einen T‑Zellrezeptorlokus [46].

Zukünftig könnte ein alternativer Ansatz in der Generierung von CAR-T-Zellen in vivo liegen, also direkt im Patienten. Dafür müssten lediglich Vektoren injiziert werden, welche die für den CAR codierende Genkassette spezifisch in die T‑Zellen einbringen. Diese Vorgehensweise befindet sich allerdings noch in der präklinischen Entwicklung. In einem Ansatz wurden mithilfe von CD3-targetierten Nanopartikeln CAR-T-Zellen in Mäusen generiert [47]. In einer weiteren Arbeit konnten humane CAR-T-Zellen mit CD8-targetierten lentiviralen Vektoren in humanisierten Mäusen erzeugt werden [7, 48]. Ob solche In-vivo-Ansätze tatsächlich das Potenzial, haben die komplexe Ex-vivo-Herstellung von CAR-T-Zellen zu umgehen, wird sich an Großtiermodellen erweisen müssen.