US-gezielte Biopsie
Vor Beginn der Intervention wird ein venöser Zugang gelegt und Sauerstoff (2 l/min) über die Nasenbrille verabreicht. Puls- und Sättigungskontrolle erfolgen mittels Pulsoxymetrie.
Der Patient wird in Links- bzw. Rechtsseitenlage oder Bauchlage stabil gelagert, wobei auf eine bequeme und armschonende Lagerung geachtet werden sollte, da bei suboptimaler Lagerung die Patienten-Compliance schmerzbedingt mit zunehmender Interventionszeit abnimmt. Eine stabile und fixierte Lagerung ist v. a. unter Verwendung von Navigationssystemen erforderlich.
Als Schallkopfebene wird die Schichtführung gewählt, in der die Zielläsion auch während der Atemexkursion des Patienten am besten sichtbar ist und welche einen sicheren und kurzen Zugangsweg bietet. Typischerweise wird ein 2‑ bis 6‑MHz-Konvexschallkopf verwendet. Manche Hersteller bieten eigene Punktions-Presets an, welche die Sichtbarkeit der Nadel verbessern. Die sagittale Schallkopfebene ist von Vorteil, da während der Atmung die Zielläsion zumeist durchweg sichtbar ist. Im Besonderen ist auf Kolon, Milz und bei interkostalem Zugangsweg auf die Interkostalarterie zu achten. Die Verwendung einer Nadelführung am Schallkopf verbessert die Sichtbarkeit der Nadel und die Trefferquote und erlaubt es auch weniger geübten Punkteuren, tiefe Zielläsionen in einem Punktionsvorgang zu treffen [
20].
Aufgrund der Atemverschieblichkeit ist es hilfreich, die Atemmanöver mit dem Patienten vor Interventionsbeginn zu üben. Ob der Eingriff in Inspiration, Expiration oder flacher Atmung durchgeführt wird, sollte individuell je nach Atemverschieblichkeit, Patienten-Compliance, Größe und Zugänglichkeit der Zielläsion entschieden werden. Zur besseren Reproduzierbarkeit ist es hilfreich, die interventionellen Schritte in Atemstillstand durchzuführen und die Atempausen kurz zu halten, um forcierte Atemexkursionen zu vermeiden.
Die Intervention erfolgt in Lokalanästhesie. Eine Sedoanalgesie mit Midazolam kann zwar den Patientenkomfort verbessern, es sollte jedoch die fehlende Kooperation gerade für Atemmanöver bedacht werden. Nach Durchführung der Hautdesinfektion wird unter sterilen Kautelen (sterile Abdecktücher, sterile Schallkopfabdeckung, steriles Ultraschallgel) die Lokalanästhesie entlang des Nadeltrakts mittels 1‑ bis 2 %igem Lidocain (10–20 ml) durchgeführt, wobei ein Depot direkt an der Nierenkapsel gesetzt werden sollte. Ein längere als die üblicherweise für die Lokalanästhesie verwendeten 21- bis 24-G-Nadeln kann hier von Vorteil sein.
Durch feine „schüttelnde“ Bewegungen kann die Nadelspitze beim Vorschub besser sichtbar gemacht werden. Verschiedene Hersteller bieten Nadeln mit eigenem Schliff an, welche sonographisch besser sichtbar sind. Eine akzidentelle Luftinjektion ist zu vermeiden, um die Abgrenzbarkeit der Nadel nicht zu vermindern. Die Koaxialnadel wird in kurzem Atemstillstand an die Zielläsion herangeführt und die Probenentnahme zügig durchgeführt. Bei guter Patientenkooperation kann auch durch Korrektur der Atemposition die Zielläsion in eine bessere Schussposition vor die Nadel gebracht werden.
Es ist zu beachten, dass die Nadel nicht zu lange an der Nierenkapsel verweilt, da sich das Risiko einer Nierenkapselverletzung und damit das Blutungsrisiko durch die Atembewegung erhöht. Idealerweise wird deshalb die Koaxialnadel auch kurzstreckig in der Läsion platziert, um häufigere Passagen der Nierenkapsel zu vermeiden. Manche Biopsiesysteme erlauben auch die Einstellung der Vorschusslänge. Vor Auslösen sollte sichergestellt werden, dass beim Vorschuss der schneidende Anteil das Nierenparenchym zum Hilus hin nicht überschreitet, um relevante Blutungen zu vermeiden. Insbesondere bei Probeentnahme von hilusnahen Läsionen sollte mit besonderer Vorsicht vorgegangen werden. Bei kleinen Läsionen in heikler Position kann bei vielen Systemen der geöffnete Schacht der Stanzbiopsienadel in der Zielläsion platziert und dann die Hülse semiautomatisch ausgelöst werden, womit die akzidentelle Verletzung von Gefäßen besser verhindert werden kann.
Die Probenentnahme wird koaxial durchgeführt und ein 17/18-G-Stanzbiopsiesystem verwendet, da im Vergleich zur Nichtkoaxialmethode ein signifikant geringeres Blutungsrisiko nachgewiesen werden konnte [
24]. Regelhaft werden 3 bis 4 Proben entnommen. Die korrekte intraläsionale Lage der abgeschossenen Nadel ist bildgebend zu dokumentieren. Für die Gewebeentnahme sollten zellreiche und nichtnekrotische Tumoranteile ausgewählt werden.
Bei erhöhtem Blutungsrisiko oder starker retrograder Blutung aus der Koaxialnadel kann die Verwendung eines Gelatinezylinders (z. B. Spongostan™, Ethicon; Hunter© Sealing Device, Vascular Solutions; Gelfoam©, Pfizer, etc.) zur Embolisation des Nadeltrakts in Erwägung gezogen werden, wie er für Lungen- oder Leberbiopsien verwendet wird [
8,
23,
27], indes liegen jedoch keine randomisierten kontrollierten Studien für die Effektivität seines Einsatzes vor.
Nach Rückzug der Koaxialnadel wird die Punktionsstelle für mehrere Minuten komprimiert. Die Punktionsstelle wird mittels Pflasterverband versorgt.
Nach dem Eingriff werden die entnommenen Gewebezylinder in einem Probenkäfig versorgt und in Formalin fixiert.